Página anterior Voltar ao início do trabalhoPágina seguinte 

Fungo Metarhizium anisopliae e o controle de Frankliniellaoccidentalis em alface hidropônico (página 2)

Júlio Marcos Melges Walder

 

MATERIAL E MÉTODOS

O trabalho foi realizado em uma produção comercial de alface hidropônico em cultivoprotegido, no município de Holambra, SP, durante o período de 21 de outubro a 3 denovembro de 1998. Através de identificações prévias em laboratório foi constatadaalta infestação da espécie F. occidentalis na cultura.

O experimento foi conduzido em uma área experimental de 110 m2, sobre trêsmesas de produção (20 m de comprimento x 1,8 m de largura e 1m de altura), cultivada comalface Lactuca sativa (Compositae) variedade "Vera", de 15 a 20 diasapós a semeadura (fase de terminação). Todas as plantas receberam o mesmo tratamentoquímico na fase de sementeira (Acefato 100 gramas/100 litros + Imidacloprid 30 gramas/100litros) e nenhum outro tratamento foi feito após o transplantio.

O experimento constou de 3 tratamentos: M. anisopliae (isolado 1104) nasconcentrações de 5x106 e 1x108 conídios ml-1 e atestemunha, com 5 repetições de 5,4 m2 cada, totalizando aproximadamente 80plantas por repetição. O delineamento experimental foi inteiramente casualizado. Entreas repetições de cada mesa foi mantida uma faixa de 0,4 m de largura sem plantas, comouma bordadura, visando reduzir a movimentação de adultos entre os tratamentos, sendo de0,8 m a distância entre mesas. Cada repetição recebeu uma armadilha adesiva (StikyStrips TM - Oslon Products) na parte central, presa 20 cm acima das plantas,para a captura de adultos. A área experimental foi isolada nas duas laterais maioresutilizando-se lonas plásticas de 1,8 m de altura. Esta proteção foi feita com afinalidade de minimizar a migração de tripes de áreas adjacentes.

O fungo utilizado no experimento foi produzido em laboratório, em bandejas plásticas,sobre arroz pré-cozido (método BiomaxÒ, Alves& Pereira, 1989). As suspensões foram preparadas fazendo-se a lavagem do arroz emágua destilada com espalhante adesivo (Tween 40Ò -0,2 ml/litro), sendo posteriormente filtradas e diluídas nas concentrações referidas. Otratamento testemunha recebeu apenas água destilada com espalhante adesivo.

As aplicações foram realizadas através da pulverização da suspensão de conídioscom o auxílio de um pulverizador costal Jacto PJH (bico cone JD-12P), no final da tarde,período em que a temperatura (27 a 30°C) era menos prejudicial ao patógeno. Durante afase de terminação da cultura de 21 dias, foram feitas duas aplicações, ao 7oe 13o dias após o transplantio na mesa final, nos dias 21 e 27 deoutubro, respectivamente. Antes da primeira aplicação, foi efetuado um levantamentopopulacional para determinação da infestação inicial de tripes na cultura. Foramutilizados 13,5 litros de suspensão por tratamento (500 ml/m2), volume quepermitiu boa cobertura das plantas sem grandes perdas por escorrimento.

Foram feitas duas avaliações após a primeira pulverização, nos dias 23 e 27 deoutubro, e mais duas após a segunda pulverização, nos dias 30 de outubro e 3 denovembro. Cada avaliação consistiu na coleta aleatória de uma planta de alface porrepetição e contagem de adultos vivos e mortos. As plantas foram cortadas na base emanipuladas sobre uma bandeja plástica branca, permitindo a visualização dos insetosadultos. Os insetos mortos foram mantidos em placas com algodão umedecido paraconfirmação da mortalidade pelo patógeno. Foram também quantificados o número detripes capturados pelas armadilhas adesivas, nos dias 27 de outubro e 3 de novembro, eobservado a densidade de ninfas e a ocorrência de plantas com sintomas de virose nacultura.

O número de insetos em plantas de alface, obtidos para cada avaliação, foramsubmetidos a uma análise de variância e as médias comparadas pelo teste de Tukey, anível de 5% de probabilidade. Foram calculadas também a eficiência de controle do fungoM. anisopliae nas duas concentrações através da fórmula de Henderson &Tilton (1955).

 

RESULTADOS E DISCUSSÃO

No levantamento inicial, realizado no dia 21 de outubro, não se observou diferençasignificativa em relação ao número de adultos vivos por planta entre os trêstratamentos. Dois dias após a primeira aplicação (23/10), o fungo M. anisopliae,na concentração de 1x108 conídios ml-1, reduziu em 38% apopulação de F. occidentalis em relação à testemunha. Após 6 dias (27/10) aredução foi de 47,2%. A concentração de 5x106 conídios ml-1também promoveu uma redução populacional em torno de 50%, com apenas seis dias após aprimeira pulverização (27/10). Nas duas concentrações não se verificou diferençaestatística entre os três tratamentos, para uma única pulverização. Após 2 dias dasegunda aplicação (30/10), constatou-se diferença entre a maior concentração e atestemunha. Na última avaliação os tratamentos novamente se igualaram, provavelmente,pela migração de insetos. Nas parcelas que não receberam tratamento com fungo, apopulação de tripes aumentou a partir da segunda avaliação, atingindo uma média de 20adultos vivos por planta, no final do período experimental. Esta média corresponde a umaumento de 46,5% no número de insetos adultos observados por planta no início doexperimento (TABELA 1).

O fungo M. anisopliae reduziu igualmente a população de F. occidentalis,independentemente da concentração utilizada. Assim, na primeira aplicação o patógenoapresentou uma eficiência de controle de aproximadamente 47% e 61% após 2 e 6 dias,respectivamente. Neste caso, a menor concentração pode ser economicamente viável parautilização em plantios de alface hidropônico no manejo de tripes. Após a segundapulverização, a eficiência do fungo na concentração mais elevada atingiu 80% noterceiro dia (Figura 1). No controle microbiano de pragas, essaeficiência é satisfatória, considerando-se o fungo entomopatogênico como o únicoagente inseticida.

Na última avaliação, que coincidiu com o final do ciclo de produção do alface, foiobservado um aumento do número de insetos por planta em todos os tratamentos (TABELA 1). O crescimento das plantas e o aumento do número de folhasprovocou um adensamento da cultura no final do ciclo, levando a uma desuniformidade porocasião da segunda pulverização com conseqüência na eficiência do fungo. Alémdisso, a movimentação de adultos de parcelas da testemunha para parcelas tratadas e deáreas adjacentes para toda área experimental foi, provavelmente, responsável peloaumento da população na avaliação final.

A movimentação de insetos pode ser comprovada pela proporção de adultos capturadospelas armadilhas adesivas nos diferentes tratamentos. Na primeira avaliação, seis diasapós a pulverização, o número de insetos capturados em armadilhas foi semelhante entreos três tratamentos (Figura 2). Contudo, o número médio de insetosvivos nas plantas amostradas foi 50% menor nas parcelas tratadas com fungo, quandocomparadas com a testemunha, após o mesmo período, o que indica a eficiência do produtona proteção das plantas tratadas. Apesar de não ter sido observado diferençaestatística entre os tratamentos, a redução no número de insetos vivos por planta émuito importante na diminuição dos danos diretos e indiretos causados pela praga. Amesma tendência também foi observada sete dias após a segunda pulverização (3/11).

O número de insetos mortos por planta nos tratamentos 5x106 e 1x108conídios ml-1 aumentou gradualmente com as avaliações (TABELA2). No dia 27 de outubro o número médio de insetos mortos na área tratada com amaior concentração foi significativamente maior que os demais tratamentos, e após asegunda pulverização este número foi semelhante ao número de indivíduos vivosobservados nas plantas tratadas. Todos os insetos mortos coletados e mantidos emcondições de alta umidade apresentaram estruturas reprodutivas do fungo, confirmando acausa da mortalidade. Na testemunha também foram encontrados insetos mortos por M.anisopliae, contudo, em número reduzido. É provável que esses insetos tenhammigrado da área tratada para a testemunha.

A movimentação de adultos de tripes em determinadas culturas é freqüente. Nocultivo de alface, a migração destes insetos de áreas próximas parece estarrelacionada com a preferência alimentar da espécie. Segundo Bautista & Mau (1994), apreferência para alimentação e oviposição de F. occidentalis em alface, noestágio vegetativo, foi maior em relação a outros quatro hospedeiros testados, além deproporcionar um melhor desenvolvimento das fases imaturas. Estes resultados sugerem queplantas novas de alface são muito suscetíveis à infestação por F. occidentalis.

O comportamento de migração de adultos de F. occidentalis também foiobservado por Murphy et al. (1998), em plantas ornamentais. Após o tratamento de floresde cravo com o fungo Beauveria bassiana, o número de insetos aumentou em todas asparcelas, influenciando os resultados das avaliações. Os autores observaram também apresença de insetos mortos com estruturas do patógeno nas parcelas da testemunha,resultado da dispersão de insetos infectados nas parcelas tratadas, confirmando amovimentação de adultos na cultura.

No cultivo protegido de alface, a perda de produção relacionada com a incidência devirose, provavelmente, está ligada com a migração de insetos contaminados com otospovírus de outras áreas para dentro da cultura (Bautista & Mau, 1994). Nopresente experimento, plantas com sintomas de virose foram observadas, nas avaliaçõesfinais. Plantas doentes surgiram inicialmente em parcelas próximas às áreas de cultivode rosa e crisântemo, e o avanço da doença na cultura ocorreu para outras plantasdentro destas parcelas. Algumas espécies de flores (como o crisântemo) e de plantasdaninhas, além de fonte de pólen na alimentação de adultos de tripes podem atuar comoreservatório natural de tospovírus (Latham & Jones, 1997). A rápida disseminaçãoda virose no alface em algumas parcelas foi influenciada, principalmente, pelamovimentação de insetos contaminados da área cultivada com flores, auxiliados pelovento. A escolha da área experimental tem grande importância na determinação corretados parâmetros de controle da praga, evitando possíveis problemas provocados pelamigração de adultos.

A eficiência de controle de ninfas de F. occidentalis, em bioensaios préviosem laboratório, pelo isolado 1104 de M. anisopliae na concentração 1x108conídios ml-1 foi superior à observada no experimento de campo. A reduçãoda eficiência do patógeno em aplicações de campo ocorre freqüentemente, e deve-se afatores externos que influenciam o desenvolvimento da doença no inseto. Em função destainterferência, torna-se necessária a seleção de isolados altamente virulentos emcondições de laboratório, para a obtenção de resultados promissores em um programa decontrole microbiano.

Alguns fungos entomopatogênicos, principalmente Verticillium lecanii, vêmsendo amplamente utilizados comercialmente para o controle de tripes em plantasornamentais sob cultivos protegidos (Rombach & Gillespie, 1988; Fransen, 1990; Van derSchaaf et al., 1990). Em experimentos de campo, o fungo Beauveria bassiana tambémmostrou resultados promissores para o controle de F. occidentalis, em flores(Murphy et al., 1998).

A redução do número de adultos de F. occidentalis vivos em plantas de alfacefoi comprovada na avaliação de 30 de outubro, entretanto, não atingindo níveis queeliminassem os danos diretos e indiretos provocados pela praga. Estes resultados decontrole foram certamente influenciados pela reinfestação que ocorreu na área, emfunção da pequena dimensão do experimento e da grande área infestada pelo tripes.

No presente estudo, o número de ninfas por tratamento não foi determinado,principalmente, pela dificuldade de contagem da fase imatura da praga com a metodologia deavaliação utilizada, por não permitir uma quantificação precisa das ninfas. Por outrolado, foi observada uma nítida redução do número de ninfas por planta nas parcelastratadas com o fungo M. anisopliae. Bioensaios de seleção de isolados emlaboratório confirmaram a grande sensibilidade de ninfas desta espécie ao isoladotestado. Assim, observações futuras que considerem a mortalidade de fases imaturas dapraga podem indicar uma maior eficiência de M. anisopliae para o controle doinseto.

A freqüência de pulverizações e a concentração mais adequada do produto tambémdevem ser observadas para o uso do agente microbiano, dentro de uma estratégia de manejoda praga, em cultivos de alface. Como foi constatado, concentrações mais baixas podemproporcionar controle equivalente a concentrações mais elevadas, permitindo maiorfreqüência de aplicações sem grande aumento de custo. Aplicações em áreas maiorespodem evitar as migrações observadas nesta pesquisa, viabilizando a estratégia decontrole microbiano da praga. A ausência de toxicidade e de período de carência dosfungos entomopatogênicos torna estes microrganismos importantes na substituição parcialdos inseticidas químicos na cultura, que têm utilização limitada na fase determinação, em função dos altos índices de resíduos deixados nas folhas.

As condições de umidade e de temperatura encontradas em ambientes protegidosfavorecem a atividade do patógeno e o desenvolvimento da doença. Desta forma, o presentetrabalho demonstrou a possibilidade de utilização do fungo M. anisopliae para ocontrole de F. occidentalis na cultura do alface, dentro de uma estratégia demanejo integrado da praga.

 

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

  • ALVES, S.B.; PEREIRA, R.M.P. Produção de Metarhizium anisopliae (Metsch.)Sorok. e Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. em bandejas. Ecossistema, v.14,p.188-192, 1989.
  • BAUTISTA, R.C.; MAU, R.F.L. Preferences and development of western flower thrips(Thysanoptera: Thripidae) on plant host of tomato spotted wilt tospovirus in Hawaii. EnvironmentalEntomology, v.23, p.1501-1507, 1994.
  • CHO, J.J.; MITCHELL, W.C.; MAU, R.F.L.; SAKIMURA, K. Epidemiology of tomato spottedwilt virus disease on crisphaed lettuce in Hawaii. Plant Disease, v.71, p.505-508,1987.
  • FRANSEN, J.J. Fungi of aphids, thrips and whitefly in the greenhouse environment. In:INTERNATIONAL COLLOQUIUM ON INVERTEBRATE PATHOLOGY AND MICROBIAL CONTROL, 5., Adelaide,1990. Proceedings. Adelaide: Society for Invertebrate Pathology, 1990. p.376-380.
  • GERMAN, T.L.; ULLMAN, D.E.; MOYER, J.W. Tospoviruses: diagnosis, molecular biology,phylogeny, and vector relationships. Annual Review of Phytopathology, v.30,p.315-348, 1992.
  • HENDERSON, C.F.; TILTON, E.W. Tests with acaricides against the brown wheat mite. Journalof Economic Entomology, v.48, p.157-161, 1955.
  • IMMARAJU, J.A.; PAINE, T.D.; BETHKE, J.A.; ROBB, K.L.; NEWMAN, J.P. Western flowerthrips (Thysanoptera: Thripidae) resistance to insecticides in Coastal Californiagreenhouses. Journal of Economic Entomology, v.85, p.9-14, 1992.
  • LATHAM, L.J.; JONES, R.A.C. Occurrence of tomato spotted wilt tospovirus in nativeflora, weeds and horticultural crops. Australian Journal of Agricultural Research,v.48, p.359-369, 1997.
  • MARCHOUX, G.; GÉBRÉ-SELASSIE, K.; VILLEVIEILLE, M. Detection of tomato spotted wiltvirus and transmission by Frankliniella occidentalis in France. Plant Pathology,v.40, p.347-351, 1991.
  • MURPHY, B.C.; MORISAWA, T.A.; NEWMAN, J.P.; TJOSVOLD, S.A.; PARRELLA, M.P. Fungalpathogen controls thrips in greenhouse flowers. California Agriculture, v.52,p.32-36, 1998.
  • POZZER, L.; RESENDE, R.O.; LIMA, M.I.; KITAJIMA, E.W.; GIORDANO, L.B.; ÁVILA, A.C.Tospovírus: uma visão atualizada. Revisão Anual de Patologia de PLantas, v.4,p.95-148, 1996.
  • ROBB, K.L.; NEWMAN, J.; VIRZI, J.K.; PARRELLA, M.P. Insecticide resistance in westernflower thrips. In: PARKER, B.L.; SKINNER, M.; LEWIS, T. Thrips biology and management.New York: Plenum Press, 1995. p.341-346.
  • ROMBACH, M.C.; GILLESPIE, A.T. Entomogenous hyphomycetes for insect and mite control ongreenhouse crops. Biocontrol News and Information, v.9, p.7-18, 1988.
  • VAN DER SCHAAF, D.A.; MALAIS, M.; RAVENSBERG, W.J. The use of Verticillium lecaniiagainst whitefly and thrips in glasshouse vegetables in the Netherlands. In: INTERNATIONALCOLLOQUIUM ON INVERTEBRATE PATHOLOGY AND MICROBIAL CONTROL, 5., Adelaide, 1990. Proceedings.Adelaide: Society for Invertebrate Pathology, 1990. p.391.

 

Rogério Biaggioni Lopes (1,2)*; Sérgio Batista Alves (1);Marco Antonio Tamai (1)
sebalves[arroba]esalq.usp.br
1.Depto. de Entomologia, Fitopatologia e Zoologia Agrícola - USP/ESALQ, C.P. 9- CEP: 13418-900 - Piracicaba, SP.
2.Bolsista CNPq.



 Página anterior Voltar ao início do trabalhoPágina seguinte 



As opiniões expressas em todos os documentos publicados aqui neste site são de responsabilidade exclusiva dos autores e não de Monografias.com. O objetivo de Monografias.com é disponibilizar o conhecimento para toda a sua comunidade. É de responsabilidade de cada leitor o eventual uso que venha a fazer desta informação. Em qualquer caso é obrigatória a citação bibliográfica completa, incluindo o autor e o site Monografias.com.