En el caso de investigar microorganismos
anaeróbicos, la biopsia y el aspirado con aguja, son las
muestras de elección. Los hisopos y sistemas tipo
Culturette son los menos deseables para este fin.
Nunca refrigere una muestra por
anaerobios.
Coleccione un apropiado volumen de
muestra.
Insuficiente material puede ser causa de
resultados falso-negativo.
procedencia, tipo de muestra, fecha de
colección e iniciales del funcionario que tomó la
muestra.
Coloque la muestra en un receptáculo
adecuado para su transporte
con el fin de asegurar la sobre vivencia del posible agente
infeccioso, evitar derrame del espécimen y mantener
las medidas de bioseguridad apropiadas.
TRANSPORTE DE LA MUESTRA
1. La mayoría de las especies
bacterianas son vulnerables a demoras en
su procesamiento, cambios de temperatura,
humedad, etc. Durante el transporte las bacterias de
rápido crecimiento, pueden crecer sobre los
patógenos más fastidiosos y de crecimiento lento o
con requerimientos especiales, por lo que es vital en el éxito
del cultivo que la muestra sea transportada y procesada con la
celeridad necesaria.
2. Todas las muestras deben ser enviadas
inmediatamente al laboratorio después de colectadas. Se
debe instruir al personal
médico, de enfermería y mensajeros en la
importancia de un transporte expedito de las muestras
clínicas.
2. CRITERIOS DE RECHAZO DE MUESTRAS
CLINICAS :
El personal del laboratorio debe tener siempre presente que
los especímenes clínicos que son enviados para su
evaluación, representan elementos de suma
importancia en la detección, evaluación y control de
enfermedades
potencialmente activas que aquejan al paciente y que la rapidez y
eficiencia con
que se logre obtener información de utilidad
clínica de las mismas, tendrá repercusiones
directas en la salud del paciente, el
manejo racional y adecuado de los recursos del
laboratorio, la seguridad del
resto de los pacientes y el personal que allí labora, el
control de los antibióticos, el tiempo de
hospitalización, disminución de costos de
operaciones y
en general la credibilidad del laboratorio y el hospital en
general.
Por todo lo anterior las muestras que son recibidas por el
laboratorio, deben ser apropiadamente colectadas, transportadas y
procesadas. Estas muestras deben representar la causa probable de
infección, de lo contrario el procesamiento y reporte de
muestras no adecuadas puede proveer información
equivocada, lo cual puede llevar a un mal diagnóstico y por consiguiente fallas en el
tratamiento que pueden poner en peligro la vida del paciente.
Si recibimos basuras, reportaremos basura !!
Consecuentemente, el laboratorio debe poner en
ejecución una política estricta de
aceptabilidad y rechazo de muestras clínicas.
Causales de rechazo de muestras clínicas :
a) Muestras no rotuladas o sin
identificación.b) Discrepancia en la identificación del
paciente y la muestra.c) Inapropiado envase o inapropiado medio de
transporte.d) Demora prolongada en enviar la muestra al
laboratorio.e) Duplicación de muestra del mismo paciente
dentro de 24h,
excepto sangre.
f) No indicar tipo de muestra o procedencia.
g) No indicar tipo de examen en la orden.
h) Muestra con preservativos.
i) Muestra derramada o rotura del envase.
j) Hisopos secos.
k) Un solo Culturette con múltiples
ordenes.l) Muestra para anaerobios en envase inapropiado.
m) Cultivo por anaerobios de muestras con flora
anaeróbica normal.n) Frotis de Gram por N. gonorrhoeae de
muestras de cérvix, vagina y cripta anal.o) Cultivo por anaerobios de orina colectada por
vaciado directo.p) Orina colectada de la bolsa del
catéter.q) Saliva.
r) Frotis directo por Gram de hisopos.
s) Volumen inadecuado.
j) Contaminación obvia de la muestra.
3. MUESTRAS DESAPROBADAS DEBIDO A SU
CUSTIONABLE INFORMACION CLINICA :
a) Hisopo superficial oral.
b) Hisopo de decúbito.
c) Hisopo de úlceras
varicosas.d) Hisopo de lesión superficial
gangrenosa.e) Contenido de vejiga.
f) Vómito.
g) Punta de catéter Foley.
h) Descarga de colestomía.
i) Loquios.
j) Aspirado gástrico de
recién nacido.k) Frotis faríngeo o nasal.
Muestras no adecuadas para cultivo por
anaerobios :
a) Lavado bronquioalveolar
desprotegido.b) Hisopo cervical.
c) Aspirado endotraqueal.
d) Loquios.
e) Hisopo nasofaríngeo /
Secreción faríngea.f) Líquido seminal o
prostático.g) Esputo por expectoración o
inducido.h) Heces o muestra rectal.
i) Secreción uretral / hisopo
vaginal o vulvar.j) Orina por vaciado directo o
catéter.
4. PRIORIDAD DE LAS MUESTRAS :
Todas las muestras deben ser procesadas lo
más rápidamente posible al llegar al laboratorio.
Sin embargo, su manejo puede ser clasificado de la siguiente
manera, independientemente de su orden .
MUESTRAS URGENTES
Sangre.
LCR. ( Su estudio tiene Prioridad sobre
cualquier otra muestra o trabajo
).Aspirado Transtraqueal
Líquido pericardico.
Líquido amniótico.
Tracto respiratorio inferior.
Muestras quirúrgicas de la sala de
CIC.Líquido articular ( Artritis
séptica ).Biopsia de Pulmón.
MUESTRAS DE RUTINA
Boca.
Líquido pleural.
Quemaduras.
Ocular.
Orina.
Genitales ( Mujer
).Muestras quirúrgicas.
Líquido peritoneal.
MUESTRAS ELECTIVAS
Líquido ascítico.
Bilis.
Líquido articular ( No artritis ).
Líquidos intravenosos.
Genitales ( Hombres ).
Nasal.
Oído.
Nasofaríngeo.
Rectal.
Ulceras, vesículas.
Piel.
Post Mortem.
CONTROL DE
CALIDAD
Los medios de cultivo deshidratados son
higroscópico y la absorción de agua del
exterior, así como la formación de agua dentro
de la botella como consecuencia de las fluctuaciones de
temperatura en el ambiente,
favorecen el crecimiento bacteriano. Esto puede conducir al
consumo de
nutrientes, variaciones de Ph y
cambios en el color del
medio. Además la exposición a la luz puede
llevar a importantes alteraciones en los constituyentes del
medio de cultivo.
Tomando en cuenta los factores antes
señalados, los medios de cultivo deshidratados deben
almacenarse siempre en lugares frescos, a temperatura
ambiente y protegidos contra la humedad y la luz. La
mayoría de los suplementos se guardan en refrigeración. Utilizando condiciones
de almacenamiento adecuadas, los medios
elaborados en polvo tienen una vida útil de al menos 3
años. Algunos autores señalan que no es
necesario el control de calidad de
rutina de los medios comerciales en polvo, a menos que
circunstancias durante su empleo lo
sugieran. El material que ha sufrido cambios substanciales,
tales como hidratación, endurecimiento y cambio de
color, deben descartarse.
Se debe mantener un registro de cada
frasco de medio de cultivo deshidratado, con el nombre del
producto,
nombre y número telefónico de la casa proveedora,
número de control del frasco, fecha de recibo, fecha de
expiración, número de lote y fecha en que se
abrió el frasco.
El grado de disolución de un medio
deshidratado, así como la eficacia del
mismo ya preparado, depende en gran medida del procedimiento
empleado en la rehidratación. Se recomienda utilizar
agua recién destilada o completamente desmineralizada
y un erlenmeyer con capacidad del doble del medio que se
quiere preparar. Si el medio va a distribuirse en tubos, debe
agitarse constantemente para asegurar una adecuada
homogenización al momento de servirlos.
d) Cuando se va a esterilizar, debe asegurarse en
seguir las instrucciones de
tiempo, presión y
temperatura para la obtención de medios de cultivo
óptimos.
Una temperatura de 121 °C , presión de
15 libras y un tiempo de esterilización
de 15 minutos, son suficientes para la
mayoría de los medios. Si no se dispone
de autoclave, es posible esterilizar en marmita
de vapor a 100 °C por 30 mts.
En tal caso la esterilización debe
repetirse durante 3 días consecutivos.
5) El medio esterilizado debe ser enfriado a
45°-60°C en un baño maría, para
evitar la formación de agua de
condensación. Al ser vertidos en las placas Petri,
evitar la formación de burbujas y
coágulos. Durante el proceso de
servida, debe
tomarse una muestra del medio para realizar el
control de calidad por esterilidad
y eficiencia.
6) El medio de cultivo reconstituido
tiene una vida útil limitada. Si no se emplea
de inmediato, debe almacenarse bajo condiciones
apropiadas para garantizar su
utilidad durante un periodo de tiempo.
El almacenamiento a 4°C es el mejor para la
mayoría de los medios,
sin embargo, aquellos que contienen Tioglicolato,
deben guardarse a
temperatura ambiente.
7) Los medios deben mantenerse
preferiblemente en sitios oscuros, ya que la luz puede
afectar algunos de sus componentes. Para evitar la
desecación se aconseja que se guarden en bolsas
plásticas bien cerradas. Las placas Petri almacenadas
así, deben mantenerse con el fondo hacia arriba.
8) Dado que los medios almacenados en
refrigeración, cuando pasan a temperatura ambiente
tienden a formar agua de condensación en la
superficie, se recomienda poner los platos Petri en la
incubadora a 35°C por 2 horas, colocándolos con el
fondo hacia arriba para obtener una superficie seca. Esto es
particularmente importante para que el agua no
afecte la individualidad de las colonias en el
aislamiento o en los casos de pruebas de
sensibilidad a los antibióticos en los
que el exceso de agua puede afectar la
dilución de las colonias y por ende la
lectura del halo de inhibición.
9) Cada lote preparado de medio de
cultivo se prueba antes de su uso rutinario, por
eficiencia o calidad, mediante la
inoculación de microorganismos cuyo
comportamiento conocemos, tanto para reacciones
positivas como negativas.
Puede utilizarse para ello cepas bacterianas
domésticas o cepas control
comerciales ( ATCC ).
Se debe guardar un libro de
registro de los resultados obtenidos.
10) Evite el congelamiento de los medios
preparados o la sangre de carnero.
11) Al colocar en la refrigeradora los
medios preparados, debe colocar los de más reciente
preparación al fondo y los mas viejos adelante.
12) Rotular todos los medios preparados,
tanto en platos Petri como en tubos, indicando además,
la fecha de preparación y expiración.
PRUEBAS BASICAS DE CONTROL DE CALIDAD DE
MEDIOS PREPARADOS:
(a) Ph
(b) Esterilidad
(c) Capacidad de crecimiento y
reacción(d) Estabilidad
CRITERIOS DE CALIDAD DE LOS MEDIOS
PREPARADOS:
(a) Rajadura del plato o envase.
(b) Rajadura en la superficie del
medio.(c) Variaciones en el volumen del
medio.(d) Hemólisis.
(e) Cristales en el medio.
(f) Presencia de burbujas.
(g) Presencia de coágulos.
(h) Cambio de color normal.
(i) Contaminación.
(j) Falla en la inhibición de
microorganismos saprófitos.
FALLAS Y CAUSAS EN LA PREPARACION DE MEDIOS
DE CULTIVO :
Valor de Ph incorrecto:
Medir el Ph por encima de los 25°C.
Sobrecalentamiento en la
esterilización, vuelta a fundir o calentamiento
prolongado
a 50°C.
Solución incompleta del medio.
Mala calidad del agua.
Recipiente mal lavado o con residuos
químicos.Mala conservación del medio
deshidratado o vencido.
Turbidéz o precipitación
:
Mala calidad del agua.
Sobrecalentamiento.
Ph incorrecto.
Solución incompleta.
Oscurecimiento :
Sobrecalentamiento.
Solución incompleta.
Alteración del Ph.
Gel blando :
Bajo porcentaje de agar en el medio.
Errores en la pesada del medio deshidratado o
en los suplementos.Sobrecalentamiento.
Mala homogenización del medio.
Exceso de agua.
Crecimiento bacteriano pobre :
Exceso de calentamiento.
Substancias inhibidoras en el agua o en el
recipiente.Alteración en el Ph.
EVALUACION DE LA EFICIENCIA DE LOS MEDIOS DE
CULTIVO
PREPARADOS :
MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION
ESPERADA
TSI E. coli ácido/ácido
TSI Shigella flexneri alcalino/ácido
TSI Pseudomona aeruginosa alcalino/alcalino
SIM Proteus mirabilis movilidad positiva
SIM K. Pneumoniae movilidad negativa
Citrato de Simmons K.pneumoniae color azul.
Crece
Citrato de Simmons E. coli color verde. No
crece.
Caldo de urea Proteus mirabilis Rojo-Morado.
Positivo.
Caldo de urea E. coli color Naranja.
Negativo.
Agar sangre Estr.Betahem.Grupo B Crece.
Betahemólisis.
Agar sangre S. pneumoniae Crece.
Alfahemólisis.
Agar sangre K.pneumoniae Crece. No
hemolítico.
McConkey E. coli Crece. Colonias moradas.
McConkey Proteus sp Crece. Colonias claras.
McConkey Estafilococos No crece.
McConkey Sorbitol E.coli 0157:h7 Colonias claras.
Sorbitol negativo
McConkey Sorbitol Proteus sp Colonias claras.
Sorbitol negativo
McConkey Sorbitol Klebsiella sp Colonias rosadas.
Sorbitol positivo
EMB E. coli Brillo metálico
EMB Proteus colonias Claras
Manitol Sal Estafilococos Colonias amarillas
Manitol Sal E. coli No crece.
SS agar Salmonella sp Crece. Colonias claras con
H2S
MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION
ESPERADA
SS agar E. coli No crece.
Agar alcohol-fenil
etílico Estafilococos Crece.
Agar alcohol-fenil etílico E. coli No
crece.
Thayer-Martin N. Gonorrhoeae Crece.
Thayer-Martin E. coli No crece.
OF – medio E. coli Amarillo ambos tubos.
Fermentador
OF – medio Pseudomona sp Un tubo amarillo.
Oxidativo
OF – medio Moraxella sp Ningún tubo
amarillo. Inerte
Lysina decarboxylasa Citrobacter
freundii alcalino/ácido H2S +
Lysina decarboxylasa Proteus vulgaris
Rojo/ácido H2S –
Lysina decarboxylasa Salmonella arizonae
Alcalino/alcalino H2S +
Bili-Esculina Streptococcus mitis
Incoloro
Bili-Esculina Enterococcus faecalis
Negro
Caldo Malonato Klebsiella pneumoniae
Azul
Caldo Malonato E. coli No cambia el
color
NaCl 6.5% Streptococcus mitis No
crece
NaCl 6.5% Enterococcus faecalis
Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Levaduras Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Dermatofitos Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Estafilococos Crece
Mycosel agar Levaduras Crece
Tioglicolato Flora mixta Crece
Selenita Flora mixta Crece en menos de 24h
Caldo Cerebro–Corazón
Flora mixta Crece
2. CONTROL DE CALIDAD DE LOS SUPLEMENTOS
:
1. Es importante tener en cuenta que los
suplementos de los medios de cultivo,
pudieran confrontar problemas de
eficiencia o inhibición, ya que como todo
producto pudiera no haber sido almacenado y/o
transportado adecuadamente.
Solo el uso rutinario de los medios de cultivo
preparados con éstos
suplementos, pudieran darnos la alarma de
problemas en los mismos.
2. Muchos suplementos son sensibles al
calor, por
ello se añaden al medio después de la
esterilización para evitar su deterioro.
3. Los medios preparados con la mezcla
inhibidora VCN , deben ser utilizados
dentro de los 8 días siguientes a su
preparación ya que la eficacia de la mezcla
decrece muy rápidamente. La misma
advertencia es aplicable a los frascos de
VCN rehidratados, por lo que conviene guardarlos
congelados si no se va a
usar de inmediato. No sobrepasar los 15
días,
4. En el caso de la sangre de
carnero para la preparación del agar sangre,
es
Importante cada vez que se reciba un nuevo lote,
anotar su apariencia, observar por presencia de coágulos,
hemólisis, número de lote, fecha de recibo y
expiración, hacerle una determinación de
hemoglobina, la cual debe medir entre los 13.0 – 15.0 g/dl, y por
supuesto se debe tomar con una jeringuilla una pequeña
muestra del vial para sembrarla en agar sangre y tioglicolato
para determinar su esterilidad. Los laboratorios que cuenten con
los Sistemas Computarizados para hemocultivos, como BacT/alert y
Bactec, pueden utilizar sus frascos para analizar la esterilidad
de la sangre de carnero, utilizando de 2.0 a 3.0 ml de sangre e
incubar por 48 horas. También se debe examinar el agar
sangre preparado con sangre de carnero, por adecuada
formación de hemólisis, especialmente utilizando
Estreptococos hemolíticos.
3. CONTROL DE CALIDAD DE REACTIVOS :
Un elemento fundamental en el trabajo
diario del laboratorio, lo constituyen los reactivos, tanto
comerciales como de preparación doméstica, que son
utilizados en la caracterización de microorganismos. Estos
reactivos merecen una especial atención, toda vez que fallas en su
funcionamiento pueden generar en identificaciones
equivocadas.
Es recomendable que los reactivos comerciales
sean examinados inmediatamente cuando se abre un nuevo lote o
vial y llevar un registro de su funcionamiento.
REACTIVO MICROORGANISMO
REACCION ESPERADA
Coagulasa Staphylococcus aureus
Coágulo. Coagulasa positiva
Coagulasa Cepa ATCC Coágulo. Coagulasa
positiva
Coagulasa Stafilococcus epidermidis
Inerte. Coagulasa negativa
Oxidasa Pseudomona aeruginosa Negro.
Oxidasa positiva
Oxidasa E. coli Inerte. Oxidasa
negativa
Catalasa Staphylococcus sp Burbujas.
Catalasa positiva
Catalasa Streptococcus sp Inerte .
Catalasa negativa
Betalactamasa S. aureus ATCC 29213 Rojo.
Positiva
Betalactamasa H. influenzae ATCC 10211
Inerte. Negativa
Optoquina S. pneumoniae Halo de >/=
12 mm
ONPG E. coli Amarillo. Positivo
ONPG Proteus sp Incoloro. Negativo
Ehrlich E. coli Anillo rojo. Indol
positivo
Ehrlich K .pneumoniae Incoloro. Indol
negativo
Cloruro férrico Proteus sp Verde.
Fenilalanina positivo
Cloruro férrico E. coli Incoloro.
Fenilalanina negativo
Sobres de Anaerobiosis Bacteroides sp
Crecimiento en Anaerobiosis
Suero para tubos germinales Candida
albicans Tubos germinales positivo
4. CONTROL DE CALIDAD DE LOS TINTES
:
La clasificación correcta de las
bacterias, de acuerdo a las reacciones con
las substancias químicas, dependen de la
pureza, reactividad y estabilidad de los reactivos. La
concentración de las soluciones por
efecto de la evaporación de los solventes o las
variaciones introducidas en los métodos
recomendados, puede afectar los resultados de modo adverso. Este
es el caso de las tinciones para diferenciar bacterias por su
reacción al Gram y la morfología
bacteriana, tintes para cápsulas, esporas, etc.
El control de calidad de éstos tintes debe
realizarse primero con cada nuevo lote preparado; luego basta con
un control cada semana para mantener un grado de seguridad
apropiado en su uso.
En el caso de la tinción de Gram, sin
lugar a dudas una de las herramientas
más importantes del microbiólogo, se recomienda
tener especial cuidado con la mezcla de alcohol-acetona para
decolorar la placa. Es posiblemente éste reactivo el que
produce mayores problemas ya sea por decoloración excesiva
o por débil decoloración de los microorganismos. Es
también la etapa de la Tinción de Gram en la que el
tiempo de exposición es más determinante.
Para facilitar el control de los tintes, se
recomienda preparar placas con microorganismos aislados en el
trabajo rutinario, utilizando cepas frescas, tomando en cuenta
aquellos que pudieran ser más útiles según
la tinción a evaluar.
Algunos ejemplos son :
TINCION MICROORGANISMO REACCION ESPERADA
Gram Estafilococo sp Morado.
Gram-Positivo.
Gram E. coli Rosado. Gram-Negativo.
Gram Mezcla de ambos Mezcla de ambas colores.
Zielh-Neelsen Mycobacterium sp Rosadas.
BAAR positivo
Zielh-Neelsen E. coli Azul. BAAR
negativas.
Kellung S. pneumoniae Detección
de cápsula positiva
Kellung E. coli Detección de
cápsula negativa
ALGUNAS CAUSAS DE ERROR DURANTE LA TINCION
:
Verde malaquita Clostridium sp Espora de
color verde.
Resto de la célula
rosada.
Verde malaquita E. coli Célula
completa rosada.
1. El Violeta Cristal tiende a hacer
precipitación, lo cual puede ser causa de observación de estructuras en el frotis. Si se observa
precipitación, proceda a filtrar el tinte.
2. La evaporación puede ser causa
de mal funcionamiento de los tintes.
3. Las placas que no han sido
previamente limpiadas o con restos de grasa, pueden ser causa
de mala fijación de la muestra / tinción.
4. Sobrecalentamiento de la placa
durante la fijación. El exceso de calor provoca un
daño físico en la pared celular
de las bacterias que puede afectar la retención de los
colorantes.
5. Lavado muy fuerte de la placa durante
la tinción.
6. Proporción no adecuada de los
componentes de la tinción.
7. Algunos tintes como Safranina y
Fucsina básica pueden contaminarse. Si se sospecha
esto , cultive 1 ml en Tioglicolato, o descarte el tinte.
8. La tinción de Zielh-Neelsen
tiene sus limitaciones en cuanto a no ser específica
para micobacterias y su baja sensibilidad, ya que el nivel de
detección es de 5,000 a 10,000 bacilos por mililitro
de esputo. Esto debe ser tenido en cuenta al evaluar una
placa.
9. Una Cepa Control positiva, debe ser
teñida cada vez que un nuevo lote de tintes para
Zielh-Neelsen es preparado y cuando se reciba un nuevo pedido
de tintes y reactivos. Se puede utilizar la cepa de
Mycobacterium tuberculosis ATCC 25177 como control
positivo.
5. CONTROL DE CALIDAD DE ANTISUEROS
:
El mundo de la microbiología ha sido inundado cada vez
más por productos
comerciales hechos con el objetivo de
detectar agentes etiológicos de enfermedades en el menor
tiempo posible, con el mayor grado de especificidad ,
sensibilidad y algunos de ellos con la intención de
eliminar el cultivo bacteriano como única forma
diagnóstica. Estos sistemas actúan algunos con solo
la muestra del paciente y otros requieren de la cepa aislada o
detectan sus metabolitos. Estos sistemas se han convertido en un
arma imprescindible para el microbiólogo y en muchos casos
dan confianza en la seguridad del diagnóstico y en otras
se utilizan en la detección de microorganismos
difíciles de cultivar.
Estos productos para la detección directa
del espécimen o la cepa bacteriana, son considerados
exámenes bacterianos y no test
serológicos. En forma general éstos kit deben ser
probados cada vez que se recibe un nuevo lote y cada vez que se
utilicen, se le deben correr sus controles positivo y negativo
que vienen con cada kit.
CONSIDERACIONES GENERALES EN EL USO DE
ANTISUEROS :
1) Los sistemas son para uso exclusivo
de diagnóstico in vitro.
2) Conservar todos los reactivos en
refrigeración.
3) Colocar la fecha en que se abre el
kit.
4) No congelar los reactivos.
5) No utilizar los reactivos si se
sospecha deterioro de los mismos, tales como si se observa
cambio de color, autoaglutinación en el envase, no
producen la reacción esperada con los controles
respectivos, reactivos contaminados o con signos de
evaporación.
6) El personal de laboratorio
calificado, debe utilizar las técnicas asépticas y las
precauciones habituales para protegerse de los agentes
infecciosos.
7) Nunca pipetear con la boca las
muestras y/o los reactivos.
8) No utilizar reactivos de lotes
diferentes.
9) No utilizar los reactivos
después de la fecha de caducidad.
10) Después de sacar los
reactivos de la refrigeradora, dejarlos a temperatura
ambiente antes de utilizar.
11) Todos los productos inoculados deben
ser considerados como potencialmente infecciosos.
12) No volver a utilizar las tarjetas
desechables , después de haber sido utilizadas.
13) Algunas pruebas deben estar
precedidas por su apropiado cultivo, aislamiento y pruebas
bioquímicas preliminares, antes de realizar
métodos serológicos y una identificación
final.
14) Al terminar la prueba, todo el
material sucio y productos inoculados deben ser sometidos a
esterilización por autoclave, incinerados o sumergidos
en un desinfectante germicida adecuado, antes de su
eliminación.
15) La interpretación de los resultados debe
ser hecha por personal calificado, que tomará en
cuenta el contexto clínico, el origen de la muestra,
los aspectos macro y microscópico y su
experiencia.
Aglutinación por Antígenos de Estreptococos :
Un test positivo está indicado por la
aparición de una aglutinación nítida de
látex en 2 minutos en un círculo, lo cual
permite la identificación de grupo.No tomar en cuenta las aglutinaciones
débiles que pudieran aparecer en otros
círculos.Una aglutinación intensa en varias
suspensiones de látex, representa una mezcla de
grupos o una
cepa autoaglutinable. Volver a hacer el aislamiento de la
colonia y el test de látex.Una vez a la semana verificar la reactividad
de las suspensiones bacterianas. Para ello seguir la
técnica y reemplazar la cepa a analizar , por el
control positivo. Debe aparecer una aglutinación en
cada suspensión látex.
También la especificidad del test se
puede analizar utilizando cepas control como el
Streptococcus pyogenes ATCC 19615 ó seguir la
técnica sin emulsionar colonias en la enzima de
extracción, o mezclar los reactivos de látex
con una gota de NaCl 0.15 mol/l. No debe aparecer
aglutinación en las suspensiones de látex.Pueden aparecer resultados falsamente
negativos si se estudia una cantidad insuficiente de
coloniasCuando se utiliza el método de detección directa de
antígenos en el tracto respiratorio superior, hay que
tener en cuenta la baja sensibilidad del test, por lo que
todo resultado negativo debe ser seguido por su
correspondiente cultivo para verificar.
17) Detección de antígenos
asociados a meningitis bacteriana :
El antígeno de N.meningitidis
grupo B es más difícil de detectar, ya que
está relacionado estructural e inmunologicamente con
el antígeno de E.coli K1. Por ello una
reacción positiva con éste antisuero en LCR de
recién nacido o prematuro, indica en la mayoría
de los casos la presencia de E.coli K1. En un sujeto
de más edad, si puede indicar la presencia de N.
meningitidis grupo B.La sensibilidad de éste látex
de aglutinación tiene un rango entre 65% para S.
pneumoniae y 95% para H. influenzae.Como otras pruebas de látex, un
valor
positivo depende del nivel de antígenos detectable.
Este es un test de descarte, que no reemplaza al cultivo.Cada laboratorio debe evaluar la
sensibilidad, especificidad y valor predecible para su
población de pacientes.
18) Aglutinación por Salmonella sp
:
Sea estricto en el tiempo de la
reacción.Miembros del grupo Salmonella están
antigenicamente relacionados a
Citrobacter y Arizona. Antígenos de
éstos microorganismos tienen similar fórmula
antigénica, por lo que puede haber reacciones
cruzadas.
Por esto es importante que la prueba de
aglutinación por Salmonella solo se realice a aquellas
cepas que muestran patrón bioquímico del género
Salmonella.
6. CONTROL DE CALIDAD DE LA PRUEBA DE
SENSIBILIDAD
A LOS ANTIBIÓTICOS MEDIANTE
DISCO:
Hemos querido resaltar los aspectos de control de
calidad de la prueba de sensibilidad a los antibióticos
por difusión simple en agar, utilizando discos de
sensibilidad, ya que es la prueba de mayor utilidad en nuestro
medio.
Es importante tener presente que ésta
prueba a sido designada exclusivamente para examinar
microorganismos de rápido crecimiento, utilizando la
normativa
del Clinical and Laboratory Standards Institute (
Antes NCCLS ) CLSI M100-S16 – 2006, vol.26, No.
3.
El método de difusión simple en
agar es sin lugar a dudas el sistema de mayor
uso para la realización de la sensibilidad bacteriana. Hay
que tener en cuenta el gran valor de ésta prueba en la
detección temprana de multiresistencia, escogencia y
valoración de un antibiótico frente a un
microorganismos patógeno, protección de
infección, estudios epidemiológicos, etc .
La prueba de sensibilidad a los
antibióticos consta de varios elementos que deben ser
tenidos en cuenta: El medio de cultivo, inoculo,
incubación, lectura e
interpretación y el reporte.
La NCCLS establece que "El control de calidad de
las pruebas de susceptibilidad con cepas ATCC no garantiza la
precisión de los resultados en cepas aisladas de
pacientes: es importante revisar los resultados obtenidos frente
a cada antimicrobiano antes de informar". Por tanto hay que
revisar :
1. Los resultados corresponden a lo esperado para
la bacteria en estudio.
2. Los resultados de las drogas
pertenecientes a un grupo siguen el
Comportamiento establecido (Ej: Cefalosporina de
3ª > Cefalosporina de 1ª
frente a Enterobacterias).
3. La bacteria es sensible a los
antibióticos frente a los cuales no se ha
documentado resistencia.
a) Control de calidad del medio de
cultivo:
1. Utilizar agar de Mueller-Hinton.
2. La calidad del agua es determinante,
ya que la misma debe estar libre de iones metálicos.
Las variaciones de cationes divalentes, principalmente
calcio y magnesio, afectará los resultados
con aminoglicósidos, tetraciclina y colistina, cuando se
prueban ante cepas de Ps. Aeruginosa. Un contenido excesivo en
catión, reducirá la zona de inhibición,
mientras que un escaso contenido en catión, puede dar un
inaceptable aumento en el tamaño de la zona.
3. Servir en platos Petri grandes de 150
x 15 mm preferiblemente o
100 x 15 mm, con una profundidad de 4 a 5 mm
4. Aproximadamente se utilizan 25 cc
para platos de 100 mm y 60 cc para
platos de 150 mm.
5. Volúmenes mayores de medio provocan
disminución en el tamaño del
halo de inhibición, y volúmenes
menores halos más pequeños.
6. Se deben seguir las normas generales
establecidas para almacenamiento
del medio de cultivo.
7. Los platos Petri deben ser colocados en la
incubadora para secarlos de
restos de agua producto de la
condensación, antes de ser utilizados para
no diluir el inoculo bacteriano.
b) Control de calidad de los discos
de sensibilidad:
Las metas de un programa de
control de calidad van destinadas a monitorear:
La precisión y exactitud del procedimiento
de la prueba de susceptibilidad, el comportamiento
de los reactivos utilizados en la prueba y la actuación de
las personas que llevan a cabo las pruebas y sus resultados.
1. Los discos deben ser almacenados a un
temperatura entre –20 y +8°C.
Algunos discos, especialmente los de
antibióticos ß-lactámicos deben guardarse
congelados a -20°C. Solo los viales en uso deben mantenerse a
temperatura de refrigeración.
2. Al sacarlos de la refrigeradora para
su uso, espere a que los viales
alcancen la temperatura ambiente por 1 a 2
horas.
3. Siempre utilice primero los viales
con fecha de caducidad más próxima.4. Siempre que un cartucho a sido
extraido del paquete, éste debe guardarse en un
desecador que cierre perfectamente.5. Cuando se utilice el aparato
dispensador que contiene los discos deberá mantenerse
siempre refrigerado.6. Los discos son colocados en el medio
a una distancia de más de 24 mm del centro de uno al
centro del otro. En todo caso no colocar más de 12
discos en una placa de 150 mm, ni más de 5 discos
sobre la placa de
100 mm.
7. Procurar no colocar discos de
antibióticos bactericidas ( Ej. Penicilina,
Cefalosporinas, Aminoglicósidos,
Vancomicina ) al lado de antibióticos
bacteriostáticos ( Ej. Cloranfenicol, Tetraciclina,
Sulfonamidas ) para evitar el antagonismo antibiótico.
8. Colocar las placas en la incubadora
dentro de los 15 primeros minutos
después de su aplicación.
9. Para verificar el estado
de los discos de sensibilidad, utilice cepas control ATCC,
las cuales son seleccionadas por su estabilidad genética y por su utilidad en el
método utilizado. Estas cepas se corren como una
muestra más y se correlaciona el tamaño de los
halos de inhibición con las medidas expresadas en los
Manuales
NCCLS M2-A6.
Entre las cepas ATCC ( American Type Culture
Collection ) recomendadas están:
Streptococcus pneumoniae ATCC 49619
Haemophilus influenzae ATCC 49247 y
49766
Neisseria gonorrhoeae ATCC 49226
Escherichia coli ATCC 25922 y 35218
( La E coli 35218 como organismo de
control para combinaciones con inhibidor de betalactamasa, como
aquellos que contienen ácido clavulánico, sulbactam
o tazobactam ).
Staphylococcus aureus ATCC 25923 y
29213
Pseudomona aeruginosa ATCC 27853
Enterococcus faecalis ATCC 29212
( Para ser utilizado con discos de alto contenido
de Aminoglicósidos ).
c) Factores que influyen en la prueba
de sensibilidad antibiótica por el método de
difusión en agar
Los resultados de una prueba de sensibilidad a
los antibióticos por el método de la
difusión del disco pueden ser influenciados por una gran
cantidad de variables.
Algunos de los factores, tales como la densidad del
inóculo y la temperatura de la incubación son
fáciles de controlar, pero el laboratorio debe estar al
tanto de otras variables que pueden afectar el resultado. Todo lo
anterior justifica un estricto control de calidad, el cual debe
ser parte del procedimiento rutinario del laboratorio.
Factor | Influencia | |
Densidad del inóculo | Zonas más grandes con inóculo | |
Retraso en la incubación | Si después del aplicar el disco, el | |
Temperatura la incubación | Temperaturas < 35 o C producen zonas | |
Tiempo de la incubación | 16-18 horas es lo ideales; menos tiempo no | |
Tamaño de la placa | Placas más pequeñas acomodan | |
Profundidad del medio del agar | Los medios gruesos producen zonas de | |
Espacio entre los discos | Evita el montaje de zonas de | |
Potencia de los discos | El deterioro (mala conservación) de | |
Composición del medio | Afecta el índice de crecimiento, la | |
PH ácido del medio | Con Tetraciclina, Novobiocina, y | |
PH alcalino del medio | Los Aminoglicosidos y Eritromicina, | |
Incubación en CO 2 | Aumenta el tamaño de la zona de la | |
Adición de Timidina | Disminuye la actividad del Trimethoprim | |
La adición de sangre | Disminuye la actividad de Sulfamidas | |
En agar chocolate decrece la actividad | Sulfamidas, Trimethoprim y | |
Lectura de zonas | Errores subjetivos en la | |
Agentes como la gelatina, calcio, magnesio | Disminuyen la difusión de la |
d) EL ESTANDAR McFARLAND :
La densidad de la turbidez del
Estándar McFarland deberá ser verificada
utilizando un espectrofotómetro con dirección de luz de 1 cm y cubetas
adecuadas para determinar absorbancia. Para realizar el
control de un estándar McFarland de 0.5 , la
absorbancia deberá leer entre 0.08 a 0.10
a una longitud de onda de 625 nm.
La suspensión de Sulfato de Bario
deberá transferirse en alícuotas de 4 a 6 ml
dentro de tubos con rosca. Estos tubos deberán
guardarse a temperatura ambiente en un lugar fresco y
oscuro.
Antes de ser usados, los patrones
deberán agitarse para una adecuada
homogenización.
Mensualmente los patrones son descartados y
vueltos a preparar, o en su defecto se debe comprobar su
densidad.
e) Control de calidad de la lectura e
interpretación:
1. Cuando se va a determinar la
sensibilidad del S. Pneumoniae a la
Penicilina, utilizar un disco de Oxacilina de 1
&µg.
Las cepas de S. Pneumoniae con zonas de
Oxacilina de >/- a 20 mm
son susceptibles a penicilina ( CIM </- 0.06
&µg/ml ).
2. Las pruebas para detectar
Estafilococos Meticilina Resistentes
( MRSA), deben incubarse a 35° C por 24 horas
exactas.
3. Todo caso de Estafilococo resistente
a la Vancomicina, debe ser
confirmado, enviado a un laboratorio de
referencia e informar a las
Autoridades de Salud Pública.
4. Cuando se trata de Sulfonamidas, los
microorganismos deben desarrollarse por varias generaciones
antes de que ocurra inhibición, por lo que se hace
caso omiso del crecimiento leve, al igual que de un vestigio
de proliferación dentro del halo de
inhibición.5. La prueba de la betalactamasa predice
la resistencia a la Penicilina, Ampicilina y Amoxicilina.6. Las cefalosporinas pueden aparecer
activas in vitro contra Listeria sp, pero
no son efectivas clínicamente y no deben ser
informadas como susceptibles.7. Los Enterococos sp las
cefalosporinas, los aminoglicósido ( Excepto por
resistencia de nivel alto ), Trimethoprim/sulfametoxazole y
la Clindamycina, pueden aparecer activos
in vitro pero no son efectivos clínicamente y
éstas cepas no deben informarse como susceptibles.8. La susceptibilidad y resistencia a
Azitromicina, Claritromicina y Diritromicina puede ser
interferida por la prueba de Eritromicina.9. Para control de calidad de cepas de
Estafilococos aureus VISA/VRSA utilizar las siguientes cepas
control :
E. faecalis ATCC 29212 Control sensible
E. faecalis ATCC 51299 Control resistente
Causas habituales de error en la prueba con
disco:
Error administrativo en la
transcripción de los datos del
control de calidad.Lectura errónea al medir el
diámetro de la zona.Contaminación u otros cambios en la
cepa control.Suspensión del inóculo
demasiado fuerte o demasiado débil.Mala agitación del estándar
McFarland o estándar dañado.Incorrecta temperatura, tiempo o atmósfera de incubación.
Perdida de la potencia
del disco durante su transporte, su manejo o su almacenaje en
el laboratorio.
f) INTERPRETACIÓN DEL ANTIBIOGRAMA EN
BASE A LAS RECOMENDACIONES DEL CLSI M100-S15 –S16, DEL 2005
y 2006 :
Cepas de Salmonella sensibles a las
Fluoroquinolonas
( Ciprofloxacina, Levofloxacina y Norfloxacina,
etc ) que son
resistentes al Acido Nalidíxico, pueden
estar asociados a fallas
clínicas o demora en la respuesta en
pacientes con salmonellosis
extraintestinal.
Los aislamientos de Salmonella sp
extraintestinal deben ser examinados y reportados por Acido
Nalidíxico, Cloranfenicol y cefalosporinas de 3ª
generaciónLos aislamientos de Salmonella aislados de
sitios estériles con MIC a la Ciprofloxacina de = a
0.125 &µg/ml ó resistentes al Acido
Nalidíxico, deben ser considerados con reducida
sensibilidad a la Fluoroquinolona, y el médico debe
ser notificado de fallas clínicas o demora en la
respuesta en el tratamiento de la infección.Los aislamientos de Salmonella sp y Shigella
sp en heces, deben ser examinados solo por Ampicilina,
quinolonas y Trimetho-Sulfa y reportados rutinariamente.Realizar la prueba de D-Test a los
Staphylococcus que son resistentes a la Eritromicina y
Sensibles a la Clindamicina. Para ello Se utiliza un disco de
Eritromicina de 15 &µg y otro de Clindamicina de 2
&µg. El achatamiento del halo de inhibición
de la vancomicina frente al disco de eritromicina, da
positiva la prueba. El test es aceptable para todos los
Estafilococos , incluyendo los Oxacilina sensibles o
resistentes.La sensibilidad a la Ampicilina por el
Enterococcus faecalis, puede ser usada para predecir la
sensibilidad al Imipenem.En caso de ser requerido por el
clínico, el E. faecalis Ampicilina sensible
es Imipenem sensible.La resistencia mediada por mecA puede ser
heterogenea en su expresión y dar valores en
la categoría de sensible, siendo resistente. Por lo
anterior, cuando se utiliza el método de
difusión simple en agar, es posible utilizar el disco
de Cefoxitina de 30 &µg y sus puntos de corte, para
predecir la resistencia a la Oxacilina mediada por mecA. En
el resultado reportar como Oxacilina, no como Cefoxitina.
Cuando se utiliza determinación de CIM , continuar
utilizando oxacilina y sus puntos de corte.Puntos de corte para la detección de
mecA en Estafilococos :
S. aureus R = = 19 mm S = = 20 mm
S. Lugdunensis R = = 19 mm S = = 20 mm
Estafilococos coagulasa negativa R = =24 mm S = =
25 mm
Nota : Reportar como Oxacilina sensible o
resistente.
Para el caso de los Estafilococos coagulasa
negativa, los puntos de corte para oxacilina (R, I, S) se
correlacionan bien con la presencia o ausencia del gen mecA
sólo en S. epidermidis. En otras especies de
SCoN (ej: S. lugdunensis, S. saprophyticus) los
puntos de corte actuales pueden inducir a error haciendo que
cepas S (sin mecA) aparezcan como R.No informar los siguientes
antibióticos en cepas aisladas de LCR porque pueden
ser clínicamente inefectivas : antimicrobianos
exclusivos de vía oral, cefalosporinas de 1ª y
2ª generación, clindamicina, macrólidos,
tetraciclinas y fluoroquinolonas.El antibiograma del Haemophilus sp solo
está estandarizado con el medio de HTM.En Haemophilus, las cepas resistentes a
Ampicilina no productoras de betalactamasa ( raras ), deben
ser consideradas resistentes a Amoxicilina/Acido
clavulánico, Ampicilina/Sulbactam y
Piperacilina/Tazobactam.Enviar toda cepa de S. aureus con
CIM a la Vancomicina = 4 (g/ml al laboratorio de
referencia.Hacer CIM a S. aureus con halo de
Vancomicina de =14 mm y enviar al laboratorio de
referencia.En sensibilidad de S. aureus frente
a la Vancomicina utilizar estos puntos de corte :
VSSA = = 4 (g/ml. VISA = 8-16 (g/ml VRSA = =32
(g/ml
15. Puntos de corte para B. Cepacia a la
Ceftazidina ( CIM ) :
R = =4 (g/ml I = 15-17 (g/ml S = =18 (g/ml
16. Puntos de corte para S. maltophilia y B.
cepacia a Minociclina
(CIM ): R = = 14 (g/ml I = 15-18 (g/ml S = = 19
(g/ml
17. Punto de corte para el S. aureus
frente a la Vancomicina (CIM )
CLSI S = = 2(g/ml I = 4 – 8 (g/ml R = = 16
(g/ml
FDA S = = 4(g/ml I = 8 – 16 (g/ml R
= = 32 (g/ml
No hay cambios para método de
difusión.
No hay cambios para
Estafilococos coagulasa negativa.
18. Rango de temperatura de
incubación para todas las bacterias, excepto
Estafilococos y N. gonorrhoeae : 35º C +/-
2º C.
Temperaturas arriba de 35º C podrían
no detectar Estafilococos meticilina resistentes.
19. Al reportar Salmonellas y Shigellas,
no reportar aminoglicósidos, cefalosporinas de 1ª
y 2ª generación y Cefamicina, ya que pueden
aparecer efectivos in vitro , pero no en la
clínica, por lo que no deben ser reportados como
sensibles.20. Las cepas de Proteus
mirabilis con las siguientes lecturas de sensibilidad,
han de ser consideradas ESBL positivas :
Droga Halo (mm) CIM ((g/ml )
Ceftazidina = 22 > 1
Cefotaxime = 27 > 1
21. Puntos de corte para Polimixina B y
Colistin frente a
Acinetobacter sp : S = = 2 (g/ml R= = 4
(g/ml.
22. Drogas
para test de difusión en agar de N.
meningitidis :
Penicilina, Ampicilina, Cefotaxime, Ceftriaxone,
Meropenem,
Cloranfenicol.
23. Cepas ATCC recomendadas para control
de calidad de
S. Maltophilia :
E. coli ATCC 25922
Ps. Aeruginosa ATCC 27853
E. coli ATCC 35218 ( Betalactamasa
).
24. CIM para S. maltophilia en
sangre :
Droga CIM ( (g/ml )
Ceftazidina 32 ( R )
Levofloxacina 2 ( S )
Minocyclina 1 ( S )
Ticarcilina/A. Clavul. 16 ( S)
Trimeth-Sulfa. 0.5/9.5 ( S )
25. Cualquier reporte de aislamiento de
cepas VISA / VRSA , se recomienda informar al CDC a la
dirección : search[arroba]cdc.gov
Verificación de antibiogramas
atípicos :
a) Examine primero por errores de
trascripción.b) Reexamine el plato de
sensibilidad.c) Evalué reportes previos del
paciente para observar su patrón de sensibilidad
anterior.d) Repita los test de
identificación y sensibilidad a los
antibióticos.
Condiciones sugeridas que requieren
verificación del resultado de
Sensibilidad a los antibióticos
:
S. aureus resistente a
Oxacilina.
S. pneumoniae resistente a
Penicilina.
Cefalosporinas de amplio espectro (
Cefotaxime, Ceftriaxone ) resistente a S.
pneumoniae.
Streptococcus viridans penicilina
resistente o intermedio, aislados de áreas
estériles del cuerpo.
Estafilococos o Enterococos resitentes a la
Penicilina o intermedio.
Enterococos con altos niveles de resistencia
a la Gentamicina aislados de áreas estériles
del cuerpo.
Klebsiella sp o E. coli con
potencial espectro de betalactamasa.
( Ej. Resistente a Ceftazidime ).
Bacilos Gramnegativos no fastidiosos
resistentes a Gentamicina-
Tobramicina-Amikacina.
S. maltophilia resistente a
Trimethoprim-Sulfametoxazole.
H. influenzae Ampicilina resistente
y betalactamasa negativa.
Un aislamiento para el cual el antibiograma
es atípico para la especie.
Ampicilina y/o Cefalotina susceptible para
Enterobacter sp,
Citrobacter freundii, Serratia
marcescen y Ps. Aeruginosa.
Klebsiella sp sensible a
Ampicilina.
Bacilos Gramnegativos Imipenem resistentes o
intermedio, excepto
S. maltophilia.
Bacilos Gramnegativos Ciprofloxacina
resistente, excepto
S. maltophilia o B.
cepacia.
g) CONTROL DE CALIDAD DEL ETEST :
Tiras de antibióticos a utilizar :
Penicilina, Ceftriaxone, Vancomicina.
Cepa a utilizar : Staphylococcus aureus
ATCC 29213
Frecuencia : Una vez a la semana o cuando se
detecten problemas.
Procedimiento :
Subcultive la cepa ATCC un día antes del
test de control de calidad.
Siga los procedimientos
normales para la prueba de sensibilidad por difusión en
agar.
Valores esperados ( MIC ) :
Penicillin: 0.25-1.0 &µg /mL
Cefatazidime: 4.0-16.0 &µg/ml
Ceftriaxone: 1.0-8.0 / &µg/m l
h) DETECCIÓN DE CEPAS PRODUCTORAS DE
BETALACTAMASA DE ESPECTRO EXTENDIDO ( ESBL ) :
Utilice las siguientes cepas control
E. coli ATCC 25922 como control ESBL negativo
K. pneumoniae ATCC 700603 como control ESBL
positivo
Control de calidad de la sensibilidad a
los antibióticos
en los sistemas computarizados :
Los Laboratorios de Microbiología modernos
tienen a su alcance una creciente gama de sistemas computarizados
para la identificación de los microorganismos y su
susceptibilidad a los antibióticos. Algunos de estos
sistemas traen consigo programas de
computadora
para ayudar a evaluar el control de calidad de los mismos. En
algunos casos, la computadora
hace un control periódico
de su funcionamiento mediante comandos u
ordenes preestablecidas.
Debido a que en nuestro medio existe solamente el
Sistema Vitek de identificación microbiana, solo
haremos algunas observaciones relativas a éste
sistema.
El Sistema Vitek utiliza una determinación
turbidimétrica de la rapidez de crecimiento del
microorganismo, en presencia de agentes antimicrobianos para
obtener un análisis de regresión lineal y
posteriormente determinar un algoritmo
derivado de la concentración inhibitoria mínima (
CIM ).
Actualmente el laboratorio cuenta con un grupo
limitado de tarjetas Vitek para la sensibilidad a los
antibióticos, tal como sigue:
Tarjetas de sensibilidad para Gramnegativos
:
1. GNS-108
2. GNS-203
3. GNS-210
4. GNS-651
Tarjetas de sensibilidad para Grampositivos
:
1. GPS-105
Al hacer el control de calidad de las tarjetas de
sensibilidad a los antibióticos, se recomienda utilizar
cepas ATCC con CIM conocidas. Estas pruebas se pueden realizar
una vez al mes durante 10 días seguidos, en los cuales se
aceptan no más de 2 valores de CIM para cada
combinación de Antibiótico/Organismo fuera del
rango establecido.
Si se diera el caso de deben correr controles de
calidad con cepas ATCC durante 30 días consecutivos, en
los cuales no se aceptan más de 3 valores fuera de rango.
Si los hay, llamar al Departamento de Servicio de
Vitek para el chequeo correspondiente.
Para realizar los controles se recomiendan las
siguientes cepas ATCC para las tarjetas respectivas:
TARJETA CEPAS ATCC
GNS-108 E. coli ATCC 25922 / Ps. Aeruginosa ATCC
27853
GNS-203 E. coli ATCC 25922 / Ps. Aeruginosa ATCC
27853
GNS-651 E. coli ATCC 25922 / Ps. Aeruginosa ATCC
27853
GPS-105 E. faecalis ATCC 29212 / S. aureus ATCC
29213
Las tarjetas de sensibilidad a los
antibióticos del Sistema Vitek, han sido comparado con los
estándares de la NCCLS, mediante las técnicas de
microdilución para obtener la CIM; sin embargo,
bioMérieux Vitek recomienda la utilización de
métodos alternos para confirmar la susceptibilidad a
ciertos microorganismos contra drogas específicas.
TARJETA ANTIBIOTICO MICROORGANISMO
GNS-108 Ampicilina A. junii, A. lwoffii,
Aeromona sp,
Citrobacter sp
GNS-108 Ceftazidina Acinetobacter junni.
A. lwoffi
GNS-108 Cefazoline Aeromonas. sp
GNS-108 Cefoxitin A.junii, A. lwoffii,
Aeromona sp.
GNS-108 Imipenem Aeromona sp
GNS-108 Piperacilina A. jejunii, A.
lwoffii. Aeromona sp.
GNS-108 Ticarcilina/A. Clavulánico Ps.
Aeruginosa, Aeromonas sp
GNS-108 Trimeth/Sulfa A.junii. A. lwoffii,
Aeromona sp
TARJETA ANTIBIOTICO MICROORGANISMO
GNS-203 Ampicilina A. jejunii, A. lwoffii,
Aeromonas sp,
Citrobacter sp.
GNS-203 Acido nalidixico Pseudomona
sp
GNS-203 Carbenicilina Acinetobacter junni, A.
lwoffi
GNS-203 Cefalotina Aeromona sp
GNS-203 Cefazolina Aeromonas sp,
GNS-203 Cefuroxima A.jejunii. A. lwoffi.
Aeromona sp
GNS-203 Norfloxacina Acinetobacter sp
GNS-203 Ticarcilina/Acido clavulánico
Aeromona sp, Ps. aeruginosa
GNS-203 Trimetho/Sulfametoxazole A. jejunii,
A. lwoffii, Aeromona sp
GNS-651 Ampicilina A. jejunii, A.
lwoffii,
Aeromona sp, Citrobacter sp
GNS-651 Ampicilina/Sulbactam Enterobacter sp,
Aeromonas sp,
C.braakii, C.freundii, C. youngae
GNS-651 Cefepime Ps. Aeruginosa, Burkholderia
cepacia
GNS-651 Cefalotina Aeromona sp
GNS-651 Ceftazidina Acinetobacter junii. A.
lwoffi
GNS-651 Cotrimoxazole Acinetobacter junii. A.
Lwoffi.
Aeromonas sp
GNS-651 Imipenem Aeromona sp
GNS-651 Meropenem Burkholderia cepacia
GNS-651 Piperacilina A. Junii. A. Lwoffi.
Aeromonas sp
GNS-651 Piperacilina/Tazobactam Burkholderia
cepacia, Enterobacter sp,
Pantoea ( Enterobacter) agglomerans
GPS-105 Eritromicina Enterococcus sp,
Estreptococos grupo D
GPS-105 Tetraciclina Estafilococos coagulasa
negativa,
Enterococcus sp, Estreptococos grupo
B,
Estreptococos grupo D.
GPS-105 Gentamicina Enterococcus sp.
Estreptococos B y D
j) CONSIDERACIONES GENERALES:
a) Se debe tener especial cuidado en la
preparación del inóculo. Fallas en su
preparación, tienen efecto sobre el funcionamiento de
todo el instrumento.b) Siempre tener presente que el sistema
no puede examinar todos los grupo
relevantes de bacterias.
c) El uso de colonias absolutamente
aisladas es clave en el aprovechamiento
los sistemas
computarizados. Algunos de los organismos sugeridos por el
fabricante para control de
calidad,
podrían no detectar deterioro en el
instrumento o la calidad de los reactivos.
d) Es relevante utilizar métodos alternos de sensibilidad a los
antibióticos en aquellos casos en que la literatura
que acompaña las tarjetas
indique que el sistema
falla en detectar resistencia.e) Se han reportado casos de falsa
sensibilidad o resistencia, particularmente debido al lector
del instrumento o a un corto periodo de incubación
durante la prueba de sensibilidad. Un periodo de 3.5 a 6
horas podría no ser adecuado para expresar todos los
mecanismos de resistencia de las bacterias.
Tal es el caso de algunos bacilos Gramnegativos
que inducen resistencia mediada por ß-lactamasa a algunos
antimicrobianos enzimáticamente lábiles a la
ß-lactamasa, como ocurre con el Citrobacter freundii,
Enterobacter sp, Serratia sp, Morganella morganii, Providencia
sp y Ps. aeruginosa.
f) Se ha observado una falsa resistencia
a Aztreonam, especialmente por Proteus y Morganella
sp por problemas
de detección fotométrica del crecimiento.g) Se han reportado falsa resistencia a
Imipenem para varias especies en periodos largos y cortos de
incubación. Esto no es común y se debe a la
degradación del antibiótico o la
concentración de Zinc en el medio.h) Una baja o moderado nivel de
resistencia a la Vancomicina frente a Enterococcus
sp se ha detectado, especialmente del tipo VanB, ya que
podría no ser detectado en periodos cortos de
incubación.i) Se han observado o problemas en la
detección de resistencia a altos niveles de
Gentamicina o Estreptomicina frente a Enterococcus
sp en incubaciones largas y cortas.j) Tener presente colocar las marcas
externas en la tarjeta, antes de meterla a la
incubadora/lector.k) No deje pasar más de 15
minutos después de prepara el inóculo, para
llenar las tarjetas y colocarla en la incubadora.l) Chequear la solución salina
por esterilidad. Para ello inocule en caldo de cultivo e
incube a 35°C por 24 horas.m) Con cada lote de preparación
de inóculo, estandarizar primero el calorímetro.n) Haga que el Departamento de Servicio
técnico de Vitek revise periódicamente el
lector del aparato para calibrarlo.o) Lleve un récord de cualquier
discrepancia en la identificación de cepas
estándar de control. Igualmente el tipo de tarjeta,
lote, fecha de expiración, etc.
k) CEPAS ATCC RECOMENDADAS PARA CONTROL DE
CALIDAD DE TARJETAS DE IDENTIFICACIÓN POR METODOS
SEMIAUTOMÁTICOS :
API® 20E QC Set
Enterobacter cloacae ATCC®
13047Escherichia coli ATCC® 25922Klebsiella
pneumoniae ATCC® 35657Stenotrophomonas maltophilia
ATCC® 51331Proteus mirabilis ATCC® 35659
API® An-IDENT QC Set Actinomyces
odontolyticus ATCC® 17929 Bacteroides fragilis
ATCC® 23745 Bacteroides ovatus ATCC® 8483
Clostridium histolyticum ATCC® 19401 Clostridium
perfringens ATCC® 13124
API® 20C Clinical Yeast QC Set
Candida glabrata ATCC®
15126Candida guilliermondii ATCC®
6260Cryptococcus laurentii ATCC® 18803
API® NH QC Set
Branhamella catarrhalis ATCC®
23246Haemophilus influenzae ATCC®
10211Haemophilus paraphrophilus ATCC®
49917Neisseria gonorrhoeae ATCC® 31426
Sensibilidad al Kirby Bauer QC Set
Enterococcus faecalis ATCC®
29212Escherichia coli ATCC® 25922Pseudomonas
aeruginosa ATCC® 27853Staphylococcus aureus
ATCC® 25923
7. CONTROL DE
CALIDAD DE EQUIPOS Y MATERIALES
DE
TRABAJO:
Objetivo: Todos los instrumentos
utilizados en el laboratorio
clínico, deben estar amparados por un programa de
control de calidad y de mantenimiento
preventivo, basados en las instrucciones del fabricante y los
procedimientos
establecidos.
Validación de Equipos : Los nuevos
equipos de mayor impacto en el cuidado del paciente ( Vitek,
Bactec, BacT/Alert, MGIT, etc ) requieren estudios de
validación para determinar que su funcionamiento es al
menos comparables a los equipos existentes o a métodos de
referencia. Estos equipos son aceptados solo si logran cumplir
las metas mínimas de funcionabilidad y eficiencia al
compararse con los existentes.
Este récord de validación debe
mantenerse por toda la vida útil del equipo.
Calibración del Instrumento : Los
equipos que requieren un exacto nivel de precisión para
obtener un resultado seguro, requieren
de una calibración periódica. La fecha de la
calibración, frecuencia y resultado, deben ser mantenidos
en un libro
récord dentro del laboratorio.
Control de Calidad: Todo equipo debe ser
evaluado por un programa de Control de Calidad en base a las
instrucciones del proveedor y las regulaciones internas del
laboratorio. Debe mantenerse un libro récord de todo lo
realizado al respecto, con el nombre del instrumento, fecha,
resultado y comentarios. En otro capítulo se
afianzarán los conceptos sobre éste tema.
Referencias y Lectura
Suplementaria: El Laboratorio guardará en un
fólder toda literatura extra que se obtenga sobre un
equipo, sus accesorios, materiales, estudios foráneos
sobre su funcionamiento, etc.
a) Incubadoras:
a) Controle diariamente la temperatura de las incubadoras , antes de
sacar los platos y anote en una hoja control el resultado. Es
altamente recomendable que la hoja en que se captura la data
de temperatura diaria, sea en formato semanal o mensual, ya
que formatos con periodos largos desmejoran la atención que debe darse al control y
desviaciones de la temperatura.
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