Collembola: |
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
Blattaria: |
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
Los diferentes tipos de artrópodos que llegan a un
cadáver pueden clasificarse de la siguiente forma:
Especies necrófagas: son las que se alimentan
del cuerpo. Incluye dípteros (Calliphoridae y
Sarcophagidae) y coleópteros (Silphidae y
Dermestidae).
Especies predadoras y parásitas de
necrófagos: este es el segundo grupo
más significativo del cadáver. Incluye
coleópteros como (Silphidae, Staphylinidae e Histeridae),
dípteros (Calliphoridae y Stratiomydae) e
himenópteros parásitos de las larvas y pupas de
dípteros.
Especies omnívoras: se incluyen aquí
grupos como
las avispas, hormigas y otros coleópteros que se alimentan
tanto del cuerpo como de los artrópodos asociados.
Especies accidentales: aquí se incluyen las
especies que utilizan el cuerpo como una extensión de su
hábitat
normal, como por ejemplo Collembola, arañas,
ciempiés. Algunas familias de ácaros que pueden
alimentarse de hongos y moho que
crece en el cuerpo.
Existen dos métodos
para determinar el tiempo
transcurrido desde la muerte
usando la evidencia de los insectos. El primero utiliza la edad
de las larvas y la tasa de desarrollo
(fig. 1). El segundo método
utiliza la sucesión de insectos en la
descomposición del cuerpo. Ambos métodos se pueden
utilizar por separado o conjuntamente siempre dependiendo del
tipo de restos que se estén estudiando.
Por lo general, en las primeras fases de la
descomposición las estimaciones se basan en el estudio del
crecimiento de una o dos especies de insectos, particularmente
dípteros, mientras que en las fases más avanzadas
se utiliza la composición y grado de crecimiento de la
comunidad de
artrópodos encontrada en el cuerpo y se compara con
patrones conocidos de sucesión de fauna para el
hábitat y condiciones más próximas.
Los parámetros médicos son utilizados para
determinar el tiempo transcurrido desde la muerte cuando
éste es corto, pero después de las 72 horas la
entomología forense puede llegar a ser más exacta y
con frecuencia es el único método para determinar
el intervalo postmortem.
Existen casos de homicidios en
que la víctima es trasladada o asesinada en lugares
remotos, lo que retrasa su hallazgo. Hay homicidios en los cuales
las víctimas tardan meses en ser descubiertas, y en estos
casos es muy importante determinar el tiempo transcurrido desde
la muerte.
Los insectos son con frecuencia los primeros en llegar a la
escena del crimen, y además llegan con una predecible
frecuencia, como ya ha sido mencionado anteriormente (Anderson,
1995).
A pesar de todo, es muy importante tener en cuenta, que la
entomología forense se basa en el estudio de elementos
biológicos, por lo que posee las limitaciones inherentes a
la propia variabilidad de estos elementos. La
determinación del PMI es en realidad la
determinación de la actividad de los artrópodos,
más que la determinación del tiempo per se
(Goff, 1993).
Así es posible en determinados casos que la data dada
por el entomólogo no coincida con la data proporcionada
por el médico forense que ha practicado la autopsia; esto
puede ocurrir, bien porque los insectos no hayan colonizado el
cadáver en los primeros días después de
producirse la muerte (lugares de difícil acceso para los
insectos, casas perfectamente cerradas, etc.), o por ejemplo en
los casos de abandono y malos tratos en niños y
ancianos pueden existir heridas y lesiones que por su falta de
higiene sean
colonizadas por los insectos antes de producirse la muerte de la
persona (fig.
2).
Así pues para una correcta estimación del
intervalo postmortem (PMI) mediante la entomología hay que
tener en cuenta que cada caso es único y diferente de los
demás. Aunque el proceso siga
una secuencia general de eventos. Esta
secuencia general es presentada por Catts & Haskell en su
monografía "Entomology and Death: A
Procedural Manual" que nos
indica un modo general de actuación:
- Determinar la fase o estado
físico de descomposición en que se encuentra el
cuerpo. - Realizar un estudio exhaustivo de los insectos que se
encuentran sobre el cadáver así como de los
recogidos debajo de él para descartar la posibilidad de
que el cadáver haya sido trasladado de lugar. Si se
tiene alguna sospecha sería necesario un examen
adicional tanto de los restos como de las áreas
cercanas. - Clasificar los especímenes recogidos tanto de los
restos como de la escena del crimen lo más exactamente
posible. Criar los estados inmaduros hasta el estadio adulto
para su correcta identificación. La conservación
de estos estadios inmaduros debe ser correcta para no afectar
al tamaño que poseen en el momento de la recogida. La
distribución estacional,
geográfica y ecológica de cada grupo debe ser
determinada bien por la literatura o
por alguna persona cualificada para ello. - En los cadáveres encontrados al aire libre, es
imprescindible recolectar datos como la
temperatura,
pluviosidad, nubosidad, etc. además de factores como
vegetación, arbolado,
desniveles del terreno etc. Para las escenas en el interior es
igualmente necesario anotar temperatura, existencia de
calefactores automáticos, posición del
cadáver con respecto a las puertas y ventanas,
así como cualquier otro detalle que nos pueda dar
información de cómo y
cuándo han llegado los insectos al cadáver. - Durante la autopsia es importante tomar nota de la
localización exacta de los artrópodos en el
cuerpo, así como de la causa y manera de la muerte.
También es importante anotar si existe evidencia de
la
administración antemortem de algún tipo de
drogas o
productos
tóxicos dado que la presencia de este tipo de sustancias
puede alterar la tasa de desarrollo y los patrones de insectos
que se hayan alimentado de los restos.
La muerte conlleva una perdida de la temperatura del cuerpo,
la cual se equilibra con el medio ambiente
en 24 horas, siempre que la temperatura exterior no sea demasiado
baja. Aparecen livideces en el cuello y las partes declives en la
primera hora, mientras que la rigidez cadavérica se
generaliza al cabo de unas siete horas para desaparecer
según las circunstancias en dos, tres o cuatro
días.
En estos momentos, en los que nada es visible para el ojo
humano, es cuando las primeras oleadas de moscas comienzan a
llegar al cuerpo. Las hembras grávidas llegan al
cadáver, lamen la sangre u otras
secreciones que rezuman de heridas o los orificios naturales y
realizan la puesta en los primeros momentos después de la
muerte.
Cómo y cuándo llegan estos insectos al
cadáver y como se desarrollan en él, son las
preguntas que debe hacerse toda persona que se interese por la
entomología forense.
Las primeras oleadas de insectos llegan al cadáver
atraídos por el olor de los gases
desprendidos en el proceso de la degradación de los
principios
inmediatos (glúcidos, lípidos y
prótidos), gases como el amoniaco (NH3),
ácido sulfúrico (SH2), nitrógeno
libre (N2) y anhídrido carbónico
(CO2). Estos gases son detectados por los insectos
mucho antes de que el olfato humano sea capaz de percibirlos,
hasta tal punto, que en algunas ocasiones se han encontrado
puestas en personas que aún se encontraban agonizando.
Tradicionalmente se menciona a los dípteros como los
primeros colonizadores del cadáver, donde estos insectos
cumplen una parte importante de su ciclo vital. Constituyen la
primera oleada de necrófagos, que aparece inmediatamente
después de la muerte. Está representada por
dípteros pertenecientes a las familias de Calliphoridae
(Calliphora vicinia) y muy frecuentemente Sarcophagidae
(Sarcophaga carnaria) (fig. 3 y 4).
Estos dípteros braquíceros tienen un ciclo vital
cuyas distintas etapas deben conocerse en su duración y
características, con fines de datación. Las hembras
de estas familias suelen depositar sus huevos en los orificios
naturales del cadáver tales como ojos, nariz y boca,
así como en las posibles heridas que pudiese tener el
cuerpo. La familia
Sarcophagidae no pone huevos, sino que deposita larvas vivas.
Los huevos son aproximadamente de 2mm de longitud y poseen un
corto periodo embrionario. El estadio de huevo suele durar entre
24 y 72 horas, siempre dependiendo de la especie (fig. 5).
Estas primeras puestas ya pueden proveer información al
investigador, pues la disección de los huevos y el
análisis de su estado de desarrollo
embrionario puede delimitar el tiempo desde la
ovoposición, y con ello el tiempo de la muerte.
El número de huevos depende del estado nutricional de
la hembra y de su tamaño corporal; existe una
relación inversa entre el tamaño del huevo y el
número de huevos por paquete (Greenberg, 1991).
Existen datos que indican que si dos cuerpos son expuestos a
la vez, uno con heridas o traumas y otro sin ellos, el que
presenta las lesiones se descompone mucho más
rápidamente que el que no presenta traumatismos debido a
que la mayoría de las moscas son atraídas por las
heridas, donde tienen lugar muchas de las ovoposiciones
más tempranas (Mann et al., 1990).
Tampoco hay que descartar como lugar de puesta la zona de
contacto del cuerpo con el sustrato, posiblemente porque en esa
zona es donde se acumulan los fluidos corporales, lo que provee
una humedad adecuada, así como una temperatura más
estable (Anderson & Vanlaerhoven, 1996).
Los huevos puestos en un cadáver normalmente eclosionan
todos a la vez, lo que da como resultado una masa de larvas que
se mueven como un todo por el cuerpo (Gof & Lord, 1994).
Las larvas son blancas, cónicas, ápodas y
formadas por 12 segmentos; nacen y se introducen inmediatamente
en el tejido subcutáneo. Lo licuan gracias a unas bacterias y
enzimas y se
alimentan por succión continuamente.
Cuando las larvas han finalizado su crecimiento, cesan de
alimentarse y bien en los pliegues del cuerpo, de la ropa o
alejándose del cuerpo, se transforman en pupa. El
crecimiento y la transformación en pupa varían
además de con cada especie, con las condiciones exteriores
y dependen de la causa de la muerte y tipo de alimentación.
Existen innumerables referencias de la temprana llegada de los
dípteros al cuerpo una vez acaecida la muerte;
también existen referencias sobre la presencia de puestas
en cuerpos aún con vida, bien por la existencia de heridas
abiertas o por procesos
inflamatorios purulentos (Nuorteva, 1977).
Las larvas que eclosionan en cuerpos con vida, en primer lugar
se alimentan de los tejidos
necróticos para seguir alimentándose de los vivos,
causando las miasis.
Por lo tanto, la presencia de los callifóridos en un
cadáver reciente, es inevitable. Toda ausencia de huella
de este paso, pupas vacías, adultos muertos, debe obligar
a los investigadores a formular ciertas hipótesis:
A. Que el cadáver haya sido trasladado de lugar,
y aún en este caso se encontraría algún
resto de estos dípteros.
B. Que el lugar del fallecimiento sea lo
suficientemente oscuro e inaccesible a estos grandes
dípteros cosa poco probable pues los callifóridos
se encuentran dentro de las casas durante todo el año.
C. Que los restos de los dípteros hayan
desaparecido por la acción
de los necrófilos (depredadores o parásitos de los
necrófagos), o animales
(aves
insectívoras, hormigas, avispas).
Ello no ocurre prácticamente nunca de modo completo, a
no ser que el intervalo postmortem sea muy largo. Y aún en
este caso, hay que tener en cuenta que la cutícula de los
artrópodos es prácticamente indestructible,
pudiendo permanecer miles de años; se han encontrado pupas
fósiles de dípteros en el cráneo de un
bisonte perteneciente al Cuaternario.
D. Que el cadáver haya sido impregnado con
productos repugnatorios, que hayan impedido el acceso de las
primeras oleadas de insectos. En este caso aparecerían en
el cadáver restos de productos como arsénico, plomo
o formol, que se ha comprobado evitan la presencia de los
primeros necrófagos en el cadáver.
Normalmente, y a la vez que los callifóridos, aunque en
muy pocos casos conviviendo en el mismo cadáver, aparece
otro grupo de dípteros los sarcofágidos.
Concretamente la especie Sarcophaga carnaria, es la
más común en nuestras latitudes. Muy frecuentemente
en los meses de Julio y Agosto, suele ser la primera colonizadora
de los cuerpos en descomposición. Que no aparezcan juntas
con los callifóridos puede deberse a que las larvas de
Sarcophaga depredan a las de Calliphora.
Otros callifóridos que también pueden aparecer
en los cadáveres aunque con menos frecuencia que la
Calliphoravicinia son los géneros
Lucilia (L. sericata y L. caesar),
Phaenicia (Ph. Sericata) y Chrysomyia
(Ch. albiceps). Estos génerosson activos a partir
de los 13º C y realizan sus puestas principalmente en los
pliegues del cuerpo, eclosionando entre las 10 y las 52 horas de
la puesta, el crecimiento de la larva dura entre 5 y 11
días y la pupación varía de forma importante
ya que a unos 13ºC dura entre 18 y 24 días mientras
que a temperaturas de 31ºC puede reducirse a entre 6 y 7
días.
Es importante señalar que mientras los
sarcofágidos pupan entre la ropa o en los pliegues del
cuerpo y aprovechan los orificios naturales para sus puestas, los
callifóridos se entierran para realizar la pupación
y prefieren hacer sus propios orificios (fig. 6).
En nuestro país, Chrysomyia albiceps aparece
durante los meses de septiembre y octubre, Sarcophaga
carnaria de marzo a noviembre y Lucilia sericata de
abril a septiembre (Domínguez y Gómez, 1963).
Con la aparición del ácido butírico en el
cadáver aparecen los primeros grupos de coleópteros
derméstidos como Dermestes maculatus, D. frischii y
D. undulatus, y el lepidóptero Aglossa
pinguinalis. Son bastante comunes en cadáveres de
aproximadamente un mes.
Los adultos de Dermestidae emergen al principio de la
primavera, abandonan su habitáculo de ninfa, se aparean y
vuelan en busca de cadáveres o de restos de animales en
descomposición. Las hembras efectúan puestas
durante varias semanas de entre 150 y 200 huevos en grupos de 2 a
10 en las fisuras de las materias nutricias. Estos huevos
eclosionan según la temperatura entre 3 y 12 días
después de la puesta. Las larvas presentan un cuerpo
alargado y progresivamente afilado por detrás,
marrón rojizo, erizados de pelos cortos y largos y seis
patas móviles (fig. 7). Su ciclo vital dura entre 4 y 6
semanas. Es importante conocer que estas especies dan una sola
generación anual o dos en condiciones favorables a 18 –
20ºC de temperatura y 70% de humedad. Son insectos que se
alimentan especialmente de la grasa en descomposición
mudas y desechos de las escuadras anteriores (fig. 8).
Estos coleópteros evolucionan sobre las grasas en
fermentación al mismo tiempo que las orugas
de una pequeña mariposa de género
Aglossa (A. pinguinalis). Estos lepidópteros
viven con mucha frecuencia en las cuevas, las bodegas, las
plantas bajas
deshabitadas o utilizadas como almacenes de
alimentos.
Revolotean al amanecer desde la mitad de junio hasta septiembre.
Las hembras hacen la puesta en varias veces, en los productos de
origen animal olvidados. El olor rancio de las grasas
descompuestas las atrae poderosamente. Desaparecen en el cuerpo y
se alimentan un mes largo, después salen y se transforman
en crisálidas durante 20 días en un capullo formado
de restos diversos. La temperatura provoca su eclosión si
es suave o la retarda hasta la primavera siguiente en caso
contrario.
Después de la fermentación butírica de
las grasas aparece la fermentación caseica de los restos
proteicos. En estos momentos, son atraídas las mismas
moscas que pueden acudir al producirse la fermentación del
queso o del proceso del secado del jamón: la especie
más importante es la Piophilacasei, con un
ciclo vital de unos 30 días. En este momento podemos
encontrar otras grupos de dípteros como Fannia
scalaris, F. canicularis, F. incisurata, así como
drosofílidos, sépsidos y esferocéridos.
Entre los coleópteros hace su aparición la
especie (Necrobia. violacea) con las mismas preferencias
nutritivas que Piophila casei; el ciclo vital dura
aproximadamente entre 25 y 35 días.
El siguiente proceso en aparecer es la fermentación
amoniacal. En este periodo van a visitar el cadáver los
últimos grupos de moscas pertenecientes al género
Ophira (O. leucostoma, O. cadaverina y O. antrax) y
al grupo de los fóridos (Triphleba trinervis, T.
hyalinata, T.opaca, Diploneura abdominalis, Prora aterrina,
etc). Estos grupos de moscas viven habitualmente en nidos de
pájaros, madrigueras de pequeños mamíferos, habitáculos de insectos
sociales, etc. Y se nutren a expensas de los restos alimenticios,
excrementos o residuos orgánicos de sus hospedadores.
Formando parte de esta escuadra encontramos a los
coleópteros necrófagos por excelencia. Especies
como Necrophorus humator, N. vespilloides y N.
vestigator, Necrodes littoralis ySilpha
obscura, son comunes en los cadáveres en avanzado
estado de descomposición (fig. 9, 10 y 11).
Pertenecientes a la familia de los
estafilínidos aparecen las especies Coprophilus
striatulus, Omalium rivulare yCreophilus maxillosus; y
entre los histéridos miembros de los géneros
Hister (H. bimaculatus, H. unicilor, H. ignobilis)
y Saprinus (S. semipunctatus, S. depresus, S.
semistriatus) (fig. 12).
Es curioso señalar que Omalium rivulare aparece
en invierno, dato que puede resultar muy significativo en una
investigación.
Han pasado ya más de 6 meses y entramos en la etapa de
Desaparición de los restos con el cadáver
prácticamente seco o con un grado de sequedad bastante
importante; en este momento aparecen en el cadáver
verdaderas masas de ácaros, generalmente de tamaño
microscópico, que se cuentan por millares de individuos.
Pertenecen a ocho o diez especies no bien conocidas. Los
más estudiados son los que pertenecen al grupo de los
tiroglífidos (Tyroglyphus siro). En ocasiones
pueden ser observados en el jamón muy seco, cecina u otros
productos secos o ahumados.
Tras la desaparición de los ácaros el
cadáver ya está completamente seco.
Hacen entonces su aparición una serie de
coleópteros que van a alimentarse de los restos de pelo,
piel,
uñas, etc., pertenecientes a los géneros
Dermestes (D. maculatus), Attagenus (A.verbasci),
Rhizophagus, etc.; también vuelven a aparecer
algunas especies de derméstidos que ya habían
aparecido en etapas anteriores. Aparecen también algunos
lepidópteros con los mismos hábitos alimenticios en
estado larvario: Aglossa caprealis, Tineola bisselliella,
entre otros. A partir de 1-1,5 años de la muerte, en el
cadáver no quedan más que escasos restos
orgánicos, huesos y en su
entorno restos de los artrópodos que lo han visitado. En
este momento hacen su aparición tres especies de
coleópteros muy característicos que se alimentan a
base de estos residuos, Ptinus brummeus, Trox hispanus y
Tenebrio obscurus.
Pero no todos los cadáveres aparecen en tierra, pues
frecuentemente aparecen cadáveres sumergidos en agua, tanto
dulce como salada. La fauna cadavérica hídrica a la
que hace mención por primera vez Raimondi y Rossi en 1888,
no es conocida como la fauna terrestre, debido a la dificultad
que entraña su estudio.
No obstante, Porta, en 1930, lleva a cabo una serie de
investigaciones que se esquematizan en la Tabla
II.
Tabla II
Fauna cadavérica hídrica por periodos
SUMERSIÓN EN AGUA DE | SUMERSIÓN EN AGUA | ||
Periodo | Fauna cadavérica | Periodo | Fauna cadavérica |
Cromático | Moluscos Crustáceos (escasos) | Cromático | Larvas de insectos Crustáceos Moluscos Sanguijuelas |
Enfisematoso | Crustáceos (abundantes) | Enfisematoso | Larvas de insectos Moluscos (escasos) Crustáceos (abundantes) |
De disolución inicial | Peces Protozoarios Celenterados Crustáceos (excepcionalmente) | Cualicuativo | Peces Sanguijuelas |
De disolución terminal | Peces |
|
|
Ya hemos hablado anteriormente de la importancia de la
temperatura a la hora de la determinación del intervalo
postmortem, pero existen otros factores importantes que hay que
tener en cuenta aparte de la temperatura, como el fenómeno
de pedantismo y canibalismo entre los insectos; una
particularidad que no hay que dejar de tener en cuenta en
entomología tanatológica es la existencia de
insectos predadores, como hormigas y avispas, que en ocasiones
capturan y destruyen las larvas de dípteros que se
desarrollan en un cadáver, y al no quedar sino vestigios
de las mismas, pueden mover a confusión o a
interpretaciones erróneas.
Más de una vez nos hemos visto en la imposibilidad de
hacer acopio de larvas a partir de cadáveres de animales,
cuando éstos se encontraban situados en lugares donde
abundaban las hormigas.
Desde este punto de vista, el fenómeno más
interesante es el canibalismo existente entre larvas de especies
vecinas que se encuentran en un momento determinado en un mismo
lugar. Por ejemplo, las larvas de Sarcophaga carnaria
pueden convivir con las de Lucilia, pero en un momento
determinado, si escasea el alimento, éstas últimas
pueden ser devoradas por las de Sarcophaga.
Todos los elementos citados anteriormente, junto con algunos
otros, habrán de ser tenidos en cuenta por el experto para
así poder ofrecer
conclusiones más fiables a la hora realizar un informe para
datación de la muerte mediante la entomología.
A continuación, y para terminar, se muestra un
protocolo que
debería ser conocido por toda persona que en algún
momento tenga que realizar una recogida de muestras para la
datación de la muerte:
Protocolo de recogida de
muestras
- Recolectar una muestra completa de todos los insectos o
ácaros que se encuentren tanto encima como debajo del
cadáver. - Recolectar ejemplares tanto vivos como muertos, en estado
adulto o larvario. Así como sus mudas. - En cadáveres recientes, se buscarán los
huevos y larvas pequeñas en orificios naturales
así como en las posibles heridas. - Las muestras se guardarán por separado y
convenientemente rotuladas, si es posible indicando la zona de
donde se obtuvieron. - Parte de las larvas se sumergirán en agua hirviendo
para después conservarlas en alcohol y es
conveniente que otra parte se mantengan vivas, para su
posterior desarrollo en el laboratorio. - Los ácaros, si los hubiese, serán conservados
en alcohol de 70ºC. - Se realizará una estimación de abundancia de
cada muestra. - Se precisarán los datos de fecha y lugar y
metodológicos del entorno del cuerpo. - Las muestras se enviarán al entomólogo a la
mayor brevedad posible.
Referencias
Bibliográficas
(citadas en el texto y
complementarias)
Altuna, B. M. & Introna, F. 1982. A new possibility of
applying the entomological method in forensic medicine: age
determination of postmortem mutilation. Med. Leg. Quad.,
IV nº: 127-130.
Anderson, G. S. 1995. The use of insects in death
investigations: an analysis of cases in British Columbia over a
five year period. Can. Soc. Forens. Sci. J.,
28(4): 277-292.
Anderson, G. S. 1996. The use of insects to determine time of
decapitation: A case-study from British Columbia. J. Forensic
Sci; 42(5): 947-950.
Anderson, G. S. & Vanlaerhoven 1996. Initial studies on
insect succession on carrion in southwestern British Columbia.
Journal of Forensic Sciences, JFSCA, 41(4):
617-625.
Baumgartner, D. 1987. Forensic entomology: criminal
investigations utilizing insects. Y.E.S. Quarterly,
4(4): 8-10.
Bergeret, M. 1855. Infanticide, momificacion du cadavre.
Ann. Hyg. Leg., 4: 442-452.
Braack, L. E. O. 1981. Visitation patterns of principal
species of the insect-complex at carcasses in the Kruger National
Park. Koedoe, 24: 33-39.
Catts, E. P. 1992. Problems in estimating the postmorten
interval in death investigations. J. Agic. Entomol.,
9 (4): 245-255.
Catts, E. P. & Goff, M. L. 1992. Forensic entomology in
criminal investigations. Ann Rev. Entommol., 27:
253-272.
Easton, A. M. & Smith, K. G. V. 1970. The entomology of
the cadaver. Medicine, Science and the Law, vol. 10:
208-215.
Erzinclioglu, Z. 1989. Entomology, zoology and forensic
science: the need for expansion. Forensic Science
International, 43: 209-213.
Goff, M. L. 1993. Estimation postmortem interval using
arthropod development and successional patterns. Forensic Sci.
Rev., 5: 91-94.
Goff, M. L. & Flynn, M. M. 1991. Determination of
postmortem interval by arthropod succession: a case study frrom
Hawaiian Island. Journal of Forensic Sciences,
36(2): 607-614.
Goff, M. L.& Lord, W.D. 1994. Entomotoxicology: a new area
for forensic investigation. The American Journal of Forensic
Medice and Patthology., 1: 511-57.
Greenberg, B. 1990. Nocturnal oviposition behavior of flies
(Diptera: Calliphoridae). J. Meed. Entomol., 27(5):
807-810.
Greenberg, B. 1991. Flies as forensic Indicators. J. Med.
Entomol., 28(5): 565-577.
Greenberg, B. & Singh, D. 1995. Species identification of
Calliphorid (Diptera) egg. J. Med. Entomol., 32(1):
21-26.
Introna, F., Suman, T. W, & Smialek, J. E. 1991.
Sarcosaprophagus fly activity in Maryland. Journal of Forensic
Sciences, JFSCA, 36: 238-243.
Komar, D. & Beattie, O. 1988. Postmortem Insect Activity
May Mimic Perimortem Sexual Assault Clothing Patterns. J
Forensic Sci., 43(4): 792-796.
Keh, B. 1985. Scope and application of forensic entomology.
Ann Rev. Entomology, 30: 137-154.
Leclercq, M. 1987. Entomologie et Médecine
Légale. Datation de la mort. Collection de
Médecine Légale et de Toxicologie Médicale.
Nº 108. Masson.
Leclercq, M. & Brahy, G. 1990. Entomologie et
Médecine Légale. L"entomofaune des cadavres
humains: sa succession par son interpretation, ses resultats, ses
perspectives. Journal de Médecine Légale. Droit
Médical, 36(3-4): 205-222.
Lord, W. D. & Burger, J. F. 1983. Collection and
Preservation of Forensically Important Entomological Materials.
Journal of forensic Sciences, JFSCA, Vol 28(4):
936-944.
Liu, D. & Greenberg, B. 1989. Inmature stages of some
flies of forensic importance. Ann. Entomol. Soc. Amer.,
82(1): 80-93.
Mann, R. W., Bass, W. M & Meadows, L. 1990.Time since
death and descomposition of the human body: variables and
observations in case and experimental field studies. Journal
of Forensic Scinces, JFSCA, 35(1): 103-111.
Megnin, P. 1894. La fauna des cadavres.
Encyclopédie scientifique des Aides. Memoire. G.
Masson, Gautrier-Villars et Fils.
Nuorteva, P. 1977. Sarcosaprophagus insects as forensic
indicators. En Tedeschi, C.G., W.G. Eckert & L. G. Tedeschi
(eds). Forensic Medicine: Saunders.
Putman, R. J. 1977. Dynamics of the blowfly, Calliphora
erythrocephala, within carrion. Journal of Animal
Ecology, 46(3): 853-866.
Reiter, C. 1995. Molting of blowfly larvae as an indicator in
determination of the time of death. En B. Jacob & W. Bonte
(eds), Advances Forensic Sciences, Vlo. 4. Dr. Köster
Verlag. Berlin.
Rodriguez, W. C. & Bass, W. M. 1983. Insect Activity and
its Relatonship to Decay Rates of Human Cadavres in East
Tennessee. Journal of Forensic Sciences., JFSCA. Vol.
28(2): 423-432.
Smith, K. G. V. 1986. Amanual of forensic
entomology. The Trustees of the British Museum (Natural
History). London.
Tantawi, T.I. & Greenberg. 1993. The effect of killing and
preservative solutions on estimates of maggot age in forensic
cases. Journal of Forensic Sciences, JFSCA, 38(3):
702-707.
Tillis, K. & Goff, M.L. 1987. Arthropod succession in
exposed carrion in a tropical rainforest on O"ahu Island, Hawaii.
J. Med. Entomol., 24: 332-339.
TOMADO DE: Conferencia
presentada en IX Congreso Ibérico de Entomología,
Zaragoza, 4-8 julio, 2000.
Laboratorio de Antropología. Instituto Anatómico
Forense.
Ciudad Universitaria. Madrid
Enviado por:
Página anterior | Volver al principio del trabajo | Página siguiente |