Cysticercus bovis

Cysticercus bovis

Indice
1.
Introducción
2. Morfología y anatomía
del parásito.
3. Ciclo
biológico.
4.
Epidemiología.
5. Control de la teniasis por taenia
saginata y cisticercosis por Cysticercus
bovis.
6. Bibliografía

1.
Introducción

El complejo Taenia saginata – Cysticercus bovis
es un problema de salud
pública a escala mundial;
más conocido en los países industrializados, en
donde su epidemiología está ligada, principalmente,
a los hábitos de consumo de
carne de res. En Latinoamérica, el problema ha sido
subestimado por la falta de implementación de métodos de
diagnóstico avanzados,
descuidándose, incluso, el diagnóstico diferencial entre Taenia
saginata y Taenia solium.
Entre los factores que predisponen la existencia de esta
parasitosis podemos mencionar: el sistema de
explotación animal, falta de medidas higiénico
sanitarias y el desconocimiento de la presencia y la
epidemiología de esta enfermedad.
La ayuda que nos brinda un método de
alta sensibilidad y especificidad, como el
Inmunodiagnóstico de Cisticercosis por ELISA-Ag , y la
posibilidad de realizar la inspección veterinaria post
mortem en el Camal Municipal de Riobamba (CMR), ha permitido
realizar un estudio epidemiológico, con el fin de conocer
la presencia de C. bovis, en el área de influencia de
dicho centro de faenamiento, y de comparar la sensibilidad entre
estos dos métodos de
diagnóstico.

Clasificación taxonómica (ncbi,
2001).
Supereino: eukariota.
Reino: metazoa.
Phylum: platyhelminthes .
Subphylum: neodermata.
Clase: cestoda.
Subclase: eucestoda.
Orden: ciclophyllidea.
Familia:
taeniidae.
Genero:
taenia.
Especie: saginata.

2. Morfología
y anatomía
del parásito.

Morfología.
El complejo teniasis / cistercosis por Taenia saginata,
está compuesto por su fase adulta (T. saginata)
presente en el intestino del hombre, y su
metacéstodo (Cysticercus bovis) que se encuentra en los
músculos de los bovinos.
Según SOULSBY,E.,J.,L, 1987, la T. saginata es un
céstodo con cuerpo acintado que mide entre 4, 8 y hasta 25
m, consta de una cabeza o escólex seguida de una
porción corta sin segmentar, llamada cuello o zona
germinativa, y el resto del cuerpo o estróbilo formado por
proglótidos.
Al decir de GOEZE, 1782, citado por BORCHERT, A, 1975, el
escólex es piriforme, mide de 1 a 2 mm, tiene cuatro
ventosas con un diámetro de 0.5 a 0.8 mm y es inerme (no
posee rostelo ni ganchos). También señala que el
cuello es más largo que el de T. solium y aproximadamente
de la mitad del grosor del escólex. A partir de
éste, (cuello o zona germinativa) se desarrollan los
proglótidos que maduran según se van alejando del
escólex.
SOULSBY,E.,J.,L, 1987, indica que el estróbilo está
formado por proglótidos separados por constricciones
transversales. El número de proglotis puede ser de 1000 a
2000, como lo señala BORCHERT, A, 1975. Los
proglótidos son de tres tipos, inmaduros, y maduros y
grávidos.

Sistema Reproductivo.
Como lo señala SOULSBY,E.,J.,L, 1987, la T. saginata es un
parásito hermafrodita, los órganos reproductores
maduran desde los proglótidos anteriores a los
posteriores, siendo en éstos, donde se realiza la fecundación.

Órganos genitales masculinos.
Como lo manifiesta LAPAGE, G, 1968, cada proglótido puede
tener de 300 a 400 testículos, éstos descargan sus
productos en
los conductos eferentes que se unen y forman el conducto
deferente, el cual termina en el cirro cubierto por el saco del
cirro en el seno genital junto al poro genital femenino. El saco
del cirro de T. saginata no se extiende a los canales
excretores.

Órganos genitales femeninos.
El poro genital femenino da paso a una vagina tubular que tiene
un esfínter muscular vaginal. La vagina termina en el
lugar de conexión del oviducto y el conducto vitelino,
esto es, en el ootipo, que está rodeado de
glándulas de Mehlis. El ovario es bilobulado y las
células
vitelinas son compactas. El útero parte del ootipo, es
ramificado y ciego, según SOULSBY,E.,J.,L, 1987.
Los huevos de T. saginata son ovales, miden de 46 a 50 por 39 a
41 μm, tienen una membrana llamada embriσforo la cual es gruesa y estriada
radialmente, secreta queratina y rodea a la
oncσsfera o embrión hexacanto,
denominado así por presentar 3 pares de ganchos.
Los proglótidos grávidos abandonan el hospedador
espontáneamente o con las heces como lo indica BORCHERT,
A, 1975, estos contienen alrededor de 80.000 a 100.000 huevos y
el útero tiene de 14 a 32 ramas laterales.

Aparato Digestivo.
No tiene aparato digestivo
ni cavidad celómica (corporal). El cuerpo está
cubierto por una capa externa sincitial de células
tegumentarias, en la que se distinguen pequeñas
microvellosidades llamadas microtricos o microvilli, cubiertos
por una membrana plasmática microtubular que permite la
absorción; debajo de esta, está la muscular que
penetra el parénquima, SOULSBY,E.,J.,L, 1987.

3. Ciclo
biológico.

Según lo manifiesta LAPAGE, G, 1968, los
proglótidos grávidos se eliminan con las heces del
hospedador definitivo, o bien salen espontáneamente por el
ano, y los huevos se liberan por expulsión o por
desintegración de los proglótidos. Los
proglótidos son móviles y migran unos pocos
centímetros por el cuerpo, ropa, cama o suelo, eliminando
huevos en el proceso.
Los huevos pueden permanecer viables durante algunas semanas en
aguas residuales, ríos o en el pasto, según
PAWLOWSKY y SCHULTZ, 1972. Según lo manifestado por JEPSEN
y ROTH, 1949, el hombre
disemina los huevos contaminando las plantas y
el agua,
pudiéndose mantener viables por 71 días en el
estiércol líquido, 16 días en aguas
residuales urbanas, 33 días en el agua de los
ríos y 156 días en el pasto.
Según BROCHERT, A, 1975, cuando los bovinos ingieren los
huevos se disuelve la cáscara, con lo que la
oncósfera queda libre y se activa por la influencia de los
jugos gástricos e intestinal, ésta penetra a
través de la mucosa intestinal hasta llegar a la
circulación general. Los embriones se diseminan por todo
el cuerpo siendo a las 18 semanas infestantes.
Como lo manifiesta MEHLHORN, H., et al, 1993, en estas
ubicaciones se desarrolla el cisticerco (C. bovis) que puede
llegar a medir hasta 10 por 4.5 mm de diámetro y
permanecer viable durante 9 meses o más.

4.
Epidemiología.

DORNY., et al, 2000, realizaron un estudio en
Bélgica encontrando una prevalencia de 3.09% a
través de la técnica ELISA – Ag, y de 0.26% a
la inspección veterinaria post mortem en 1164 bovinos.
La FAO / WHO / OIE, 1995, reportaron la presencia de C. bovis en
Argentina,
Bolivia,
Chile,
Paraguay,
Uruguay y
Venezuela. En
Brasil, de
1986 a 1993, la prevalencia de C. bovis por inspección
veterinaria fue de 1.04% (CAMARO., et al, 1997).
La OPS / OMS, 1993, señalan que la prevalencia de Taenia
saginata en Chile entre
1985 – 1994 fue 0.08 %, en Guatemala
1964, 1.7 %, y en Panamá
1960, 0.2 %.
Se ha estimado que las pérdidas por cisticercosis de T.
saginata en los países en desarrollo son
de USD 25 por animal infectado; y de USD 75 por animal infectado
en países industrializados según, PAWLOWSKI y
SCHULTZ citados por ACHA, P., PZIFRES, B, 1986.

Epidemiología de la teniasis por T. saginata y
cisticercosis por C. bovis en el Ecuador.
En el Ecuador, C.
bovis, ha sido de ocurrencia excepcional, y es una enfermedad
notificable (FAO-OIE-WHO; Animal Health Year Book, 1982);
así mismo según su última publicación
señalan que a partir de 1985 – 1995, no existe
reporte alguno (FAO, WHO, OIE; Animal Health Year Book desde 1985
hasta1995).
Según el Ministerio de Salud Pública del
Ecuador la tasa de incidencia de Taenia spp. entre 1990 a 1999
fue 1.7%, siendo de 2.6% para la provincia de Chimborazo en
1999.
BRIONES, G, 1969, realizó un estudio en el cantón
Portoviejo, en la provincia de Manabí, encontrando una
incidencia para C. bovis de 1.89 %. ERAZO., et al, 1998, cita,
que la prevalencia en la provincia de Guayas fue 0.11%.
RODRÍGUEZ, R, 2001, evidenció la existencia de la
fase adulta de éste parásito, analizando
veinticinco muestras de proglótidos de Taenia spp. en el
Instituto de Medicina Tropical
Amberes Bélgica por Reacción de la Cadena
Polimerasa (PCR); de éstas, dieciocho resultaron positivas
a T. saginata.
RODRÍGUEZ, R, 2001 indica que con el análisis serológico por ELISA
sándwich (ICCE), de 397 muestras tomadas en el
cantón de Ibarra (Imbabura) 23 fueron positivas (15.7%) y
en el cantón Quito (Pichincha) de 472 muestras 12 (2.54%)
fueron positivas.

Diagnóstico de la teniasis por Taenia saginata
y cisticercosis por Cysticercus bovis.
Diagnóstico de T. saginata.
Diagnóstico Clínico.
Según SÁNCHEZ, C, citado por CORDERO DEL CAMPILLO,
M, 1999, la parasitosis puede ser asintomática, y los
síntomas, en el caso de presentarse, pueden dividirse en
cuatro grupos: uno
caracterizado por eliminación de proglótidos
espontáneamente o con la defecación, en los cuales
hay prurito perianal y urticaria, otro con trastornos nerviosos
(psicogénicos), un tercer grupo con
disminución de apetito, y decaimiento, y un cuarto en el
que se incluyen trastornos gastrointestinales. Si los
proglótidos migran a otros órganos pueden causar
apendicitis, colecistitis y trastornos
respiratorios.

Diagnóstico de laboratorio.
La OMS / OPS, 1993, menciona los siguientes métodos
coproparasitarios para la detección de huevos de Taenia
spp.
a) Frotis fecal directo.
Es la preparación en fresco de la muestra con suero
salino y solución yodada. Es sencillo y de bajo costo, por lo que
es muy empleado, pero su sensibilidad es muy baja.
b) Frotis fecal grueso en celofán de calibre estandarizado
(técnica de Kato- Katz).
Este método ha
sido utilizado en programas de
control de
esquistosomiasis, y algunos investigadores, como CRUZ, M., et al,
1993, han obtenido mejores resultados en el diagnóstico de
teniasis que con el examen directo.
c) Métodos coproparasitarios de
concentración.

• Flotación, es de poca sensibilidad en la
  detección de cestodos.
• Centrifugación y flotación, cuando
  se utiliza en forma seriada puede ofrecer buenos
  resultados.
• Sedimentación, es útil en la
  detección de huevos densos, su sensibilidad no es mayor
  al 60%.

d) Técnica de frotis perianal.
Se hace un frote en la región anal y perianal con la parte
adhesiva de papel adhesivo
transparente, lo que permite recolectar los huevos o
proglótidos de Taenia spp. adheridos a dicha zona.
e) Técnica de Ritchie o técnica de
concentración formol – éter (Ritchie, 1948).
Es utilizada para concentrar huevos y larvas de helmintos,
así como quistes de protozoarios presentes en las heces,
especialmente cuando no se han obtenido buenos resultados debido
al exceso en el contenido de grasas y ácidos
grasos.
f) Coproantígenos.
Como lo señala ALLAN, J. C., et al, 1992, se basa en la
detección de antígenos específicos de Taenia
spp. en heces, utilizando un ELISA, aún si la
infestación se encuentra en fase prepatente. Esta prueba
tiene una sensibilidad del 100% y una especificidad del
94%.

Diagnóstico de C. bovis.
Diagnóstico Clínico.
Por lo general la infección en rumiantes es
asintomática, y a pesar de que la curva de peso no se ve
afectada, puede haber cierto grado de anemia. En infestaciones
masivas puede presentarse salivación, anorexia,
fiebre, cardiopatía grave por degeneración del
miocardio y muerte
súbita por colapso cardiaco, como lo menciona
SÁNCHEZ, C, citado por CORDERO DEL CAMPILLO, M,
1999.

Diagnóstico post – mortem.
El diagnóstico post-mortem se realiza en el camal haciendo
cortes en los músculos en donde se sitúa con
predilección el C. bovis, éstos, al decir de SANZ
EGAÑA, 1967, son en orden de preferencia los
músculos maseteros internos y externos, pterigoideos,
corazón, lengua,
músculos del cuello, diafragma, intercostales y en fuertes
infestaciones en los ganglios linfáticos, cerebro,
esófago y pulmones, así mismo SAINI, P., et al
1996, menciona que los lugares en donde se encuentra con
más alta concentración larvaria son: el corazón,
lengua,
maseteros, diafragma y músculos de los miembros
posteriores y anteriores. Sin embargo, SOULSBY,E.,J.,L, 1987,
señala que los cisticercos se pueden distribuir en todo el
cuerpo.
Como lo señalan BLAZEK., et al, 1981, las infestaciones
con C. bovis suelen ser débiles, por lo que escapan
fácilmente a la inspección veterinaria, llegando a
ser una causa importante de la parasitosis en el
hombre.

Diagnóstico Inmunológico.
ELISA sándwich.
En 1992, BRANDT, J., et al, desarrollaron anticuerpos
monoclonales de tipo IgGM, para la detección de
antígenos de C bovis determinando una baja sensibilidad.
Posteriormente VAN KERCKHOVEN, I., et al, 1998, modifica la
prueba, mediante la adición del TCA en la
disociación de los complejos antígeno anticuerpo
elevando, de esta manera, la sensibilidad de la prueba a un 92%
con una especificidad de un 98.7%.
Este método se basa en la captura de un antígeno
(Ag) por medio de un Anticuerpo (Ac) fijado a una base
sólida. La presencia del Ag se pone en evidencia, cuando
al incubar el complejo Ag-Ac, con una Inmunoglobulina (Ig) fijada
a una enzima, y agregando un sustrato, se produce una
reacción de color.

Diagnóstico diferencial entre T. solium y T.
saginata.
Diagnóstico Morfológico.
El diagnóstico diferencial entre T. solium y T. saginata,
se hace comparando las estructuras
anatómicas de estos dos parásitos.
En el siguiente cuadro se ha tomado el criterio de LAPAGE, G,
1968; ACHA, P., PZIFRES, B, 1986; BORCHERT, 1975; CORDERO DEL
CAMPILLO, M, 1999 y SOULSBY,E.,J.,L, 1987.
CUADRO 1.
Diagnóstico diferencial entre T. solium y T.
saginata.

Fuente: LAPAGE, G, 1968., ACHA, P.,
PZIFRES, B, 1986., BORCHERT, A, 1975., CORDERO DEL CAMPILLO, M,
1999., SOULSBY,E.,J.,L, 1987.

Elaboración: Los Autores.
Se ha utilizado el número de ramas laterales del
útero como criterio de diagnóstico para diferenciar
los proglótidos de T. saginata de los de T. solium. Sin
embargo VERSTER, 1969, citado por SOULSBY,E.,J.,L, 1987, menciona
que este parámetro es poco confiable, y la presencia o
ausencia de un esfínter vaginal es un criterio más
adecuado.
Al decir de la OMS, 1983, los huevos de T. saginata y T. solium
no pueden ser diferenciados morfológicamente entre
sí.

T. solium  

T. solium T.
saginata

T. solium T.
saginata

Reacción en cadena de la polimerasa
(PCR).
Como lo mencionan STIDES D. P. Y ETR A. J., 1991, la PCR es una
técnica de ampliación de una secuencia conocida de
DNA que contiene un gen específico. Para secuenciar el
segmento de DNA que contiene el gen específico se siguen
tres pasos principales:

• Desnaturalización del DNA en bandas
  sencillas.
• Fijación de dos "primers"
  oligonucléicos a los bordes del
  segmento.
• Extensión de los primers mediante
  polimerización de DNA, para formar un nuevo DNA de doble
  cadena.

Las nuevas copias de DNA sirven como plantillas
para nuevos ciclos que inician una reacción en cadena, lo
que en unas pocas horas, cerca de 25 a 30 ciclos, reproducen
más de 105 a 106 de copias de la
secuencia escogida, lo que ofrece suficiente material
genético para realizar pruebas
moleculares, según SMITH y WOOD, 1998.
MAYTA et al., 2.000 mencionan que se pueden hacer estudios
comparativos entre T. solium y T. saginata utilizando un segmento
conocido, el 5.8S ribosomal y son GONZÁLEZ et al., 2000
quienes describen una técnica para diferenciación
entre T. solium y T. saginata utilizando marcadores
oligonucleótidos específicos de cada especie.
Ç
RODRÍGUEZ, R, 2001, utilizó la técnica de
PCR, en el segmento 12srDNA mitocondrial, con el objetivo de
diferenciar T. saginata de T. solium, encontrando, en una
muestra de 25
taenias procedentes del Ecuador, 18 casos de Taenia
saginata.

Técnica de coloración
Semichon’s carmine.
Esta técnica permite colorear las ramas uterinas en los
proglótidos de una Taenia spp. para hacer el
diagnóstico diferencial.
El esquema de su procedimiento
es:

1. Fijación AFA (Alcohol,
   Formol, Ácido acético).
2. Coloración (Semichon’s
   carmine).
3. Decoloración (HCl).
4. Deshidratación.
5. Aclaración de tejidos
   (Xilol).
6. Montaje (Permount).

Isoenzímas.
En la actualidad esta es una valiosa herramienta para el
diagnóstico diferencial entre T. solium y T. saginata
basada en la diferenciación de enzimas presentes
en estos organismos. Según LE RICHE y SEWELL, 1978, y
RODRÍGUEZ, R, 2001, el uso GPI (glucosa fosfato
isomerasa), permite diferenciar enzimaticamente a las dos
tenias.

5. Control de la
teniasis por taenia saginata y cisticercosis por Cysticercus
bovis.

Según CORDERO DEL CAMPILLO, M, 1999, la OMS
indica que la prevención de esta parasitosis debe basarse
en tres puntos:
a) Control veterinario de las carcasas y vísceras.- Es una
importante medida preventiva que debe ser tomada en los centros
de abasto.
b) Educación
higiénico sanitaria de la población.- Es indispensable para evitar la
infección a los bovinos, está orientada a que las
personas no tengan el hábito de dispersar sus heces y a
mejorar las costumbres alimenticias e higiénicas de la
población.
c) Control y mejora de las redes de saneamiento.-
Mejorando las infraestructura sanitaria como alcantarillado,
tratamiento de aguas residuales, protección del agua potable y
zonas de pastoreo, así como el tratamiento a las personas
que han contraído la parasitosis.
Al decir de PAWLOWSKY y SCHULTZ, 1972, citados por
SOULSBY,E.,J.,L, 1987, los huevos pueden permanecer viables por
semanas en aguas residuales, ríos y en el pasto.
A pesar de que no existen referencias con respecto a C. bovis,
SOTELO, J., et. al, 1986, menciona que se puede impedir la
supervivencia de C. cellulosae sometiendo las carcasas afectadas
a una temperaturas de: -5°C por 4 días, -15°C por
3 días, o –24°C por 24 horas.
TRABAJO PRESENTADO EN EL "INTERNATIOAL WORKSHOP ON TENIASIS AND
CISTICERCOSIS" 19 AL 21 DE SEPTIEMBRE, 2001
Quito – Ecuador
Inmunodiagnostico de cysticercus bovis en el camal
frigorífico municipal de riobamba (cfmr) por medio de la
técnica elisa-ag.
Vinueza,c1., Gallegos, c1., Barrionuevo,
m2., Celi, m2., Benitez,
w2.

Resumen.
La presente investigación tuvo como objetivo
determinar la presencia y las zonas de mayor influencia de
Cysticercus bovis, en los boviŠos faenados en el Camal
Frigorífico Municipal de Riobamba (C¢MR), Provincia
de Chjmborazo – Ecuador, comparando dos métodos de
diagnó6tico, la técnica ELISA-Ag y el método
de inspección veterinaria, realizando cortes en el
corazón, diafragma, esófago y músculos
maceteros. Durante la intervención en el CFMR, 1200
bovinos fueron muestreados, resultando positivos al ELISA-Ag el
2.25% (27/1200) y a la inspección veterinaria el 0.08%
(1/1200). En la carcaza del bovino positivo a la
inspección veterinaria se evidenció un cisticerco
en cada uno de los siguientes músculos: semitendinoso,
masetero externo, músculos del cuello, oblicuo abdominal
interno, ilyaco lumbar, aductor y bíceps femoral. Esta
in•estigación permitió determinar que la zonas
de origen de los bovinos positivos a C. bovis eran las
poblaciones de Riobamba, Guaote y Guano, en la provincia de
Chimborazo, y Ambato en la provincia de
Tungurahua.

Summary.
The objective of this work is to determine the precedence of C.
bovis and its major influence zones related to slaughtered
bovines of the Riobamba Municipal Slaughterhouse (RMS) province
of Chimborazo – Ecuador . it was made a comparison between
two diagnostic methods, ELISA – Ag technique and the
veterinary inspection. Cuts where made in the heart, diaphragm,
esophagus and maceteros muscles. During the operation at the RMS
1200 bovines were taken as a random sample, giving positives
results to the ELISA – Ag 2.25% (27/1200). The veterinary
inspection gave 0.08% (1/1200). The veterinary inspection of the
positive bovine corps showed C. bovis in each of the following
muscles: semitendinoso, external masetero, muscles of the neck,
oblique abdominal internal, lumbar iliaco, adductor and the
femoral biceps. The major influence zones for the positive
bovines were: Riobamba, Guaote and Guano in the province of
Chimborazo and Ambato in the province of
Tungurahua.

Key words: Cysticercus bovis, Taenia saginata,
Prevalencia, Riobamba Ecuador.

6.
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México.

Agradecimientos
Nuestros más sinceros agradecimientos a las siguientes
instituciones,
sin las cuales no hubiera sido posible la realización de
este trabajo:
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR. Facultad de Medicina Veterinaria
y Zootecnia
Proyecto
Piloto para el estudio del Complejo Teniasis –
Cisticercosis en los Andes del Ecuador.
Camal Frigorífico Municipal de Riobamba
Instituto de Higiene "Leopoldo
Izquieta Pérez" – Riobamba

Autor:

Christian Vinueza